HEMOSTASIA Y TROMBOSIS

Detección de inhibidor adquirido específico de factor VIII

Diagnosis of acquired inhibitor against factor VIII

Detecção de inibidor adquirido específico de fator VIII

 

Cristina Duboscq^1a, José Manuel Ceresetto^3b, Mirta Arias^2b, Ricardo Forastiero^1c

¹ Doctor en Química.
² Bioquímica.
³ Médico.
^a Servicio de hematología y hemoterapia del Hospital Británico de Buenos Aires.
^b Laboratorio de Hematología de la Unidad Asistencial Por más Salud Dr. Cesar Milstein.
^c Universidad Favaloro.

CORRESPONDENCIA DRA. CRISTINA DUBOSCQ Servicio Hematología Hospital Británico. Solís 2171 – CIUDAD AUTÓNOMA DE BUENOS AIRES, Argentina. E-mail: cduboscq58@hotmail.com cduboscq@hbritanico.com.ar

---

Resumen

El inhibidor adquirido contra el factor VIII o “hemofilia adquirida” (HA) es una patología autoinmune que suele presentarse como un sangrado súbito en pacientes sin coagulopatía previa. El diagnóstico de esta patología debe ser rápido, sobre todo en aquellos casos en que la presentación es una hemorragia que puede comprometer la vida del paciente. En esta actualización se analizan las pruebas globales y específicas utilizadas en su detección y los ensayos Bethesda y Nijmejen que permiten la cuantificación del inhibidor para monitorear el tratamiento. Es importante la función del laboratorio en el diagnóstico precoz de esta patología y para eso se debe conocer y pensar en su existencia cuando se presenta un paciente con sangrado, un aPTT prolongado que no corrige con plasma normal, un FVIII disminuido y pruebas de inhibidor lúpico negativo.

Palabras clave: Hemofilia adquirida; Hemorragia; Diagnóstico; Factor VIII; Bethesda; Nijmegen.

Summary

The acquired inhibitor against factor VIII or “acquired haemophilia” (HA) is an autoimmune disease that usually appears as a sudden bleeding in patients without previos coagulopathy. Diagnosis of this disease must be quick, particularly when the presentation is a bleeding event that compromises the patient’s life. In this update, global and specific tests used in the detection of FVIII inhibitor are described. Besides, Nijmejen and Bethesda assays are analyzed for the quantification of the inhibitor to monitor treatment. The role of the laboratory is important in early diagnosis of this disease so the presence of this rare but life threatening disease must be suspected when a patient shows haemorrhages, prolonged aPTT that does not correct with normal plasma, decreased FVIII and a negative lupus anticoagulant test.

Key words: Acquired haemophilia; Bleeding-diagnosis; Factor VIII; Bethesda; Nijmegen.

Resumo

O inibidor contra o fator VIII adquirido ou “hemofilia adquirida” (HA) é uma doença autoimune que geralmente se apresenta como um sangramento súbito em pacientes sem coagulopatia prévia. O diagnóstico da doença deve ser rápido, especialmente nos casos em que a apresentação é uma hemorragia, que pode comprometer a vida do paciente. Nesta atualização são analisadas as provas globais e específicas utilizadas em sua detecção e nos ensaios de Bethesda e Nijmejen que permitem a quantificação do inibidor para monitorizar o tratamento. É importante a função do laboratório no diagnóstico precoce dessa patologia e, para isso, se deve conhecer e pensar na sua existência quando se apresenta um paciente com sangramento, TTPA prolongado que não corrige com plasma normal, um FVIII diminuído e testes de inibidor lúpico negativo.

Palavras-chave: Hemofilia adquirida; Hemorragia; Diagnóstico; Fator VIII; Bethesda; Nijmegen.

---

 

Introducción

El inhibidor adquirido contra el factor VIII o “hemofilia adquirida” (HA) es una patología autoinmune que suele presentarse como un sangrado súbito en pacientes sin coagulopatía previa. Se trata de una enfermedad hemorragípara infrecuente (1.5 casos cada millón de habitantes por año) producida por un autoanticuerpo específico contra el factor VIII (FVIII). Afecta principalmente a pacientes añosos y de sexo masculino, pero existen otros grupos expuestos, como mujeres durante el embarazo y post parto. Dado que la población anciana es la que más ha crecido en los últimos años es de esperar un aumento en la incidencia de esta enfermedad en las próximas décadas ^(1-4).
Las características del sangrado no coinciden con las de la hemofilia congénita ya que no suele presentar hemartrosis (Tabla I); se asemeja, en cambio, al del paciente con un defecto en la hemostasia primaria ^(3-6). Habitualmente afecta la piel y mucosas, presentándose como hematomas espontáneos o con mínimos traumatismos a nivel muscular y tejido celular subcutáneo. En casos extremos puede producir un síndrome compartimental por isquemia secundaria a compresión de tejidos ^(6-8).También se pueden presentar como una hemorragia digestiva, pulmonar, hemorragia post parto o del sistema nervioso central (SNC). En general se acompaña de anemia aguda (Hb<8 g/dL o caída de Hb>2 g/dL que requiere transfusiones). El sangrado puede ser severo con una alta mortalidad (entre el 20 y 30% asociada al sangrado o a la toxicidad del tratamiento inmunosupresor). Es importante tener en cuenta que un diagnóstico tardío puede aumentar la mortalidad de la HA ^{(9) (10)}. Cuando el inhibidor se asocia al embarazo, generalmente se presenta entre 2 y 5 meses post parto y muy rara vez da síntomas durante la gestación. Mayoritariamente ocurre en primíparas y difícilmente reaparezca en los embarazos subsiguientes. Suele tener un curso benigno, con un bajo título de inhibidor y el anticuerpo desaparece espontáneamente en las dos terceras partes de los casos ^(11-13).

Tabla I. Principales características de la Hemofilia congénita y la Hemofilia adquirida.

El laboratorio juega un rol importante al realizar ensayos confiables y reproducibles que permitan detectar el inhibidor específico de FVIII precozmente (esta detección temprana puede salvar la vida del paciente), y luego monitorear su terapéutica. Un laboratorio típico de un paciente con inhibidor adquirido de FVIII presenta un tiempo de protrombina (TP) normal con un tiempo de tromboplastina parcial activado (aPTT) prolongado, que no corrige con plasma normal, y que potenciará su efecto con la incubación a 37 ºC ^(14-17). El dosaje de FVIII estará disminuido y el resto de los factores de la vía denominada clásicamente intrínseca, estarán normales (ver más abajo). Existen pruebas como el ensayo Bethesda o el Nijmegen-Bethesda que permiten evaluar la potencia del inhibidor. El tratamiento de la HA se basa en el control del sangrado con agentes hemostáticos, la erradicación del autoanticuerpo mediante inmunosupresores y medidas generales, como evitar procedimientos invasivos y tratar a la enfermedad concomitante en el caso que la tuviera. Se debe tener en cuenta que el riesgo de hemorragia severa permanece hasta que el inhibidor se elimina, aún en los pacientes cuya presentación clínica inicial ha sido poco significativa, o si es un inhibidor de baja potencia ^{(3) (11) (18) (19)}.

El objetivo de este trabajo fue revisar los métodos de laboratorio con los que se cuenta en la actualidad para el diagnóstico y el seguimiento de la hemofilia adquirida.

Diagnóstico por el laboratorio de hemofilia adquirida

VARIABLES PREANALÍTICAS
Utilizar plasma citratado (citrato de sodio 3,2%, relación 9 volúmenes de sangre 1 volumen de citrato) ⁽²⁰⁾, y procesar antes de las 4 h de extraído. La muestra puede conservarse a –80 ºC hasta 6 meses. Son válidas todas la recomendaciones mencionadas tanto en la Guía de la CLSI (Collection, transport and processing of blood specimens for testing plasma based coagulation assays and molecular hemostasis assays). Document H21-5 del año 2008 ⁽²¹⁾ como en el capítulo “Calidad en el laboratorio de Hemostasia” en Fundamentos para el Manejo Práctico en el Laboratorio de Hemostasia ⁽²²⁾.

A) PRUEBAS DE SCREENING (TP Y aPTT)
Un paciente con autoanticuerpos contra FVIII tiene típicamente un aPTT prolongado con un TP normal y un tiempo de trombina (TT) normal. El tiempo de sangría suele ser normal o ligeramente prolongado y las pruebas de agregación plaquetarias son también normales ^(13-15). El valor del aPTT respecto al aPTT normal depende de la sensibilidad del sistema de detección/ reactivo utilizado y de la potencia del inhibidor. Un aPTT prolongado aislado podría deberse a la presencia de: inhibidor lúpico, inhibidor específico de un factor, heparina en la muestra, o bien al déficit de uno o varios factores de la coagulación. Es decir, que para hacer el diagnóstico de inhibidor de FVIII deben realizarse ensayos para descartar todas estas alternativas (Fig. 1). El inhibidor lúpico podría mimetizar los hallazgos observados en la hemofilia adquirida, por lo que se recomienda realizar las pruebas específicas de acuerdo con las normas de la Sociedad Internacional de Trombosis y Hemostasia (ISTH) para excluirlo ⁽²³⁾. La presencia de otros anticoagulantes, como heparina no fraccionada y dabigatrán, debe excluirse realizando el tiempo de trombina.

Figura 1. Algoritmo para el diagnóstico de la hemofilia adquirida.

B) ESTUDIOS DE MEZCLAS
Ante un aPTT prolongado debe realizarse el estudio de mezclas:

B.1 - Prueba de mezcla inmediata
Mezclar 1 vol de plasma del paciente (PP)+ 1 vol de plasma normal (PN) y realizar un aPTT. Evaluar si hay corrección o no a través del Índice de Rosner: (aPTT de la mezcla - aPTT normal) / (aPTT del paciente). Cada laboratorio debe establecer un punto de corte para este índice (valor orientativo: 0,11). Si no se observa corrección, o la corrección es parcial, debe realizarse un aPTT de la mezcla con incubación en tiempo prolongado.

B.2 - Prueba para evaluar si el inhibidor es tiempo y temperatura dependiente
El APTT de un plasma normal incubado a 37 ºC 2 horas se prolonga ligeramente por el descenso de la actividad de FVIII. Cuando un plasma normal de referencia o pool se mezcla con igual volumen de un plasma con un inhibidor específico de FVIII, el aPTT se prolongará en mayor grado durante la incubación, porque el inhibidor inactiva el FVIII del plasma normal.
• Incubar en microtubos nuevos y tapados dos horas a 37 ºC al PP, PN y una mezcla de volúmenes iguales de PP más PN (p. ej. 400 µL de PP, 400 µL de PN y 400 µL de PP+PN (200 µL de PP + 200 µL de PN).
• Luego de las dos horas, comparar el aPTT de la mezcla inmediata de PN+PP (mezclar 1volumen de PP incubado con 1 volumen de PN incubado) con la mezcla incubada 2 h 37 ºC. Si la diferencia es mayor al 10% el efecto inhibitorio se potencia con la incubación, es decir que el inhibidor es temperatura y tiempo dependiente. Esta última característica es específica de la presencia de inhibidor de FVIII (Tabla II). La reacción entre el FVIII y su inhibidor es tiempo dependiente, pero el grado de prolongación también depende de la potencia del inhibidor. Una diferencia de 8 a 10 segundos entre el aPTT del plasma normal incubado solo y el valor de aPTT de la mezcla evidencia un efecto inhibitorio ⁽¹⁶⁾.

Tabla II. Efecto de la incubación a 37 ºC sobre el aPTT en pacientes con inhibidor adquirido de FVIII de diferente potencia.

Las recomendaciones internacionales ^(14–16) sugieren realizar la mezcla e incubarla 2 horas. Cada laboratorio tiene que construir su propia experiencia e incluir muestras de controles apropiados para poder evaluar los ensayos de mezclas. La prolongación del aPTT de la mezcla también puede aparecer en otras situaciones como la presencia de inhibidor lúpico u otros inhibidores específicos de factores, razón por la cual es necesario realizar el dosaje de los factores de la vía intrínseca. Cabe mencionar que actualmente está en discusión la utilidad de los ensayos de mezcla, dada la gran variabilidad entre los resultados, por la calidad del pool normal utilizado.

C) DOSAJE DE FACTORES

El paciente con hemofilia adquirida tendrá un nivel plasmático de FVIII disminuido o indetectable, con todos los otros factores de coagulación normales. Sin embargo, en algunos casos, cuando se realiza el dosaje de todos los factores, se puede encontrar más de un factor disminuido, lo cual pone en duda la especificidad del inhibidor. Los sustratos deficitarios de FIX, FXI y FXII, que se utilizan para el dosaje de factores por el método coagulable en una etapa, contienen FVIII que puede ser inactivado por el inhibidor presente en el plasma del paciente. Esta disminución en el FVIII presente en el plasma deficitario producirá una falsa disminución de la actividad de los otros factores. Por lo tanto, si se sospecha la presencia de un inhibidor de FVIII, el dosaje de todos los factores debe realizarse en diluciones múltiples (Tabla III). Ejemplo: si un paciente tiene un inhibidor de FVIII, su nivel permanecerá bajo en todas las diluciones. Cuando se realice el dosaje de FIX, el mismo aumentará a medida que se incrementan las diluciones del plasma del paciente (porque el inhibidor se está diluyendo). La presencia de un inhibidor lúpico también puede afectar el nivel aparente del FVIII, pero a diferencia de la HA este efecto irá desapareciendo como en los otros factores a medida que se diluye al inhibidor lúpico (Tabla IV).

Tabla III. Nivel aparente de los cuatro factores de coagulación en un paciente con un inhibidor específico de FVIII 40 UB/mL.

Tabla IV. Nivel aparente de los factores de coagulación en un paciente con inhibidor lúpico positivo a varias diluciones.

DOSAJE DE FACTOR VIII
Algunas recomendaciones para el dosaje de FVIII por el método coagulable en una etapa ^(15–16) son:

1. La calibración debe realizarse diluyendo un plasma de referencia, calibrado contra un estándar de referencia. La recomendación internacional sugiere expresar la concentración de FVIII en UI/mL (1 UI/mL =100% =100 UI/dL). Son necesarios al menos tres puntos para realizar la curva.
2. Los datos obtenidos para obtener la curva de calibración suelen ser transformados para obtener una curva lineal. Las curvas obtenidas deben ser rechazadas si el coeficiente de regresión (r) es menor de 0,98.
3. La Guías Internacionales recomiendan realizar la calibración cada vez que se hacen las determinaciones de los pacientes, si se trabaja manualmente, con coagulómetro semiautomático o automáticos, cuando utilizan curvas de tres puntos. Aquellos coagulómetros que hacen curvas de 10 puntos y con un cero real son más estables y no sería necesario calibrar, a menos que los controles internos así lo indiquen o cambien los lotes de los reactivos.
4. La recomendación internacional es realizar el dosaje de FVIII en al menos tres diluciones, para aumentar la precisión del ensayo.
5. El laboratorio debe utilizar controles internos que validen la curva y participar en un programa externo de calidad.

D) CUANTIFICACIÓN DEL INHIBIDOR
Todos los ensayos de inhibidor de FVIII se basan en un método universal que mide la disminución de la actividad de FVIII en una mezcla entre una fuente exógena del factor de coagulación (por ejemplo, pool de plasma normal o algún concentrado de factores) y el plasma del paciente, con el supuesto inhibidor incubado a 37 ºC, en un determinado período de tiempo. La actividad de FVIII residual en el ensayo de mezclas se mide por el método coagulable en una etapa o por ensayos cromogénicos. Se debe realizar un control negativo sustituyendo el plasma del paciente por solución reguladora, un plasma hemofílico sin inhibidor o un plasma deficiente en FVIII. Los ensayos inmunológicos no son adecuados para la detección de inhibidores, ya que no pueden discriminar entre los anticuerpos que inhiben o no la actividad del factor VIII.

MÉTODO BETHESDA
En 1975 Kasper et al. describieron el ensayo Bethesda mezclando 1 volumen de plasma del paciente con 1 volumen de pool de plasma normal que contenía 100 UI/dL de FVIII. El control se realizó mezclando partes iguales de plasma normal y tampón imidazol. Esta prueba se convirtió rápidamente en el método de referencia para determinar la potencia de los inhibidores de FVIII ^(14)(15)(17). Unidad Bethesda (UB): es la concentración de inhibidor presente en el PP diluido, capaz de inactivar la mitad del FVIII de la mezcla control incubada 2 horas a 37 ºC. El punto de corte de sensibilidad para el ensayo Bethesda es de 0,6 UB/ mL.

MÉTODO BETHESDA PARA DETERMINAR ANTICUERPOS ANTI FVIII HUMANO (Fig. 2):

Figura 2. Esquema del método Bethesda.

Paso 1
Incubar durante 2 h a 37 ºC en microtubos tapados: A) volúmenes iguales de PP (sin diluir y diluciones seriadas apropiadas) y PN; B) volúmenes iguales de PN y buffer Owren pH 7,35 (mezcla control) ^{(14) (15) (17)}.

Paso 2
Determinar la actividad de FVIII en las mezclas incubadas por método coagulable en una etapa o por método cromogénico (el ensayo cromogénico es útil cuando el paciente tiene también un inhibidor lúpico).

Paso 3
Cálculo de FVIII residual: el FVIII residual de cada una de las muestras se calcula como actividad de FVIII residual = (FVIII en PP+PN / FVIII en la muestra control) x 100%.

Paso 4
Cálculo de las unidades Bethesda: de acuerdo con la definición, se grafica en escala semilogarítmica, la recta teórica de FVIII residual (%) vs potencia del inhibidor, considerando los siguientes puntos: el 100% de FVIII residual corresponde a 0 unidades Bethesda y 50% de FVIII residual a 1 UB/mL (Fig. 4). Se debe tomar para el cálculo de la potencia del inhibidor el FVIII residual más cercano a 50%, extrapolar el título del inhibidor de la curva teórica y multiplicar por la inversa de la dilución del plasma del paciente, con el cual se logró ese valor de FVIII residual. Para calcular la potencia del inhibidor no debe utilizarse un FVIII residual <25% ni >75%.

Comentarios

1. La titulación por el método Bethesda puede subestimar los títulos en caso de HA porque los autoanticuerpos tienen cinética denominada tipo II, que no cumple estrictamente con el principio de que “la concentración de FVIII residual es inversamente proporcional a la potencia del inhibidor” (cinética tipo I).
2. Si el PP a titular posee actividad de FVIII, se sobreestimará el FVIII residual. En este caso, el valor del plasma control (100% de FVIII residual) se calcula en forma teórica como la suma de FVIII normal incubado a 37 ºC 2 h + FVIII del paciente incubado a 37 ºC 2 h dividido a la mitad. Otra opción es calentar el PP a 58 ºC durante 90 min para inactivar el FVIII presente.

- MÉTODO DE NIJMEGEN ^(24)(25)

En la década de 1990 se demostró que el ensayo Bethesda tenía una alta sensibilidad pero una baja especificidad y que los coeficientes de variación interlaboratorios eran demasiado altos. En 1995, el ensayo de Nijmegen describió una modificación del ensayo Bethesda con una mejor especificidad. El método Nijmegen es el que está recomendado por la subcomisión de Factores VIII/IX de la Sociedad Internacional de Trombosis y Hemostasia (ISTH) como método de referencia para detección de inhibidores de FVIII. La modificación de Nijmegen consiste en tamponar el pool de plasma normal con buffer imidazol l0,1 M a pH 7,4 y usar plasma de- ficiente en FVIII en lugar de buffer en la mezcla control y en las diluciones subsiguientes del PP (Fig. 3).

Figura 3. Esquema del método Nijmegen.

La inactivación del FVIII por inhibidores es dependiente del pH. La incubación de las mezclas de plasma en ausencia de solución reguladora dará lugar al incremento del pH que resulta en la inactivación incontrolada y no específica de FVIII. La estabilización del pH de la mezcla de incubación soluciona este problema y aumenta la especificidad y sensibilidad del método. La estabilidad del pH de las mezclas de incubación es una característica esencial del ensayo de Nijmegen. Las variaciones de la actividad de FVIII en este plasma pueden influir en la actividad del inhibidor medido. El reactivo deficiente en FVIII utilizado puede influir mucho en el ensayo de inhibidores de FVIII. El factor de von Willebrand (vWF) tiene un efecto estabilizador sobre la actividad del FVIII. La cuantificación del inhibidor puede ser 30-50% más baja si el plasma deficiente no contiene el vWF. Por lo tanto, es recomendable el uso de plasma deficiente en FVIII que contiene niveles normales de vWF. El plasma deficiente en FVIII inmunodepletado puede contener anticuerpos de FVIII que podrían haber sido eluídos de la columna durante el proceso de producción. Por eso se recomienda comprobar la presencia de anticuerpos anti FVIII cuando se utiliza un plasma comercial deficiente en FVIII inmunodepletado, antes de usarlo.

PRIMER PASO
En el ensayo de Nijmegen el PP y el plasma control deficiente en FVIII se colocan a 58 °C en un baño de agua durante al menos 1,5 h para inactivar el FVIII, pero no el inhibidor, debido a que es temperatura-resistente. Para eliminar los residuos causados por la incubación, las muestras tienen que ser centrifugadas a 4.000g durante al menos dos minutos (centrífuga de microtubos).

SEGUNDO PASO
El PP incubado sin diluir y cada una de las diluciones seriadas apropiadas(diluidas en reactivo deficiente en FVIII) se mezclan con volúmenes iguales de plasma normal regulado (BNPP) a pH 7,4 y se incuban durante 2 h a 37 °C en microtubos tapados en un baño de agua. Plasma normal regulado Adicionar un volumen del buffer imidazol 4 M pH 7,4 a 39 volúmenes de un pool de plasma citratado de al menos 20 individuos sanos. Prepararlo y asegurarse que la concentración de FVIII sea 95% a 105%. Este pool normal puede conservarse a -70 ºC por 6 meses.

Figura 4. FVIII residual vs Unidades Bethesda por mL.

TERCER PASO
Determinar la actividad de FVIII en las muestras utilizando ensayo de una etapa o ensayo cromogénico (el ensayo cromogénico es útil cuando el paciente tiene también un inhibidor lúpico).

CUARTO PASO
Cálculo del FVIII residual
La actividad residual de la mezcla con el PP se define como la actividad de FVIII residual de la mezcla de ensayo en comparación con la mezcla de control. Actividad de FVIII residual = (FVIII en PP + PN / FVIII en la muestra control) x 100%. La dilución debe ser tan baja como sea posible para alcanzar una actividad residual entre 25% y 50%. Corregir, si es necesario, el nivel de actividad del inhibidor de la muestra del paciente por el factor de dilución. Debe tomarse el FVIII residual más cercano al 50%.

QUINTO PASO
Cálculo de las unidades Nijmegen-Bethesda (UNB)
Cuando se utiliza el método de Nijmegen la potencia del inhibidor se informa en unidades UNB/mL. La Unidad Nijmegen-Bethesda (UNB) se define como la cantidad de inhibidor que deja 50% de FVIII residual. Con el ensayo de Nijmegen la sensibilidad y especificidad, incluyendo el valor de corte, se han mejorado, aunque los estudios clínicos que compararon títulos de inhibidores y parámetros cinéticos aún no están disponibles. Por lo tanto, cada laboratorio tiene que asignar su valor de corte específico mediante el ensayo de inhibidores positivo y negativo de muestras de pacientes con hemofilia.

Comentarios Finales

1. Establecer los criterios de calidad del ensayo de inhibidor adquirido de FVIII es difícil para los laboratorios, ya que no hay disponibles ni estándares ni muestras controles todavía. El coeficiente de variación (CV) total de cada laboratorio puede determinarse con muestras positivas y negativas guardadas a -80 ºC. Los programas de control externo para la determinación de inhibidores de FVIII organizados por la European Concerted Action on Thrombophilia Foundation (ECAT) y por UK National External Quality Assesment Scheme (NEQAS) han mostrado un CV interlaboratorio de alrededor de 30% para el ensayo de Nijmegen y más de 40% para el método Bethesda original ^{(25) (26)}. Un trabajo reciente del programa de control de calidad australiano que incluyó un cuestionario sobre metodología muestra: A) que los CV interlaboratorio son mayores al 30%; B) que un alto número de laboratorios fallan en detectar inhibidores de bajo título (<1,0 UB/mL); C) que las medias reportadas por ambos métodos Nijmegen y Bethesda son similares; D) a pesar que el método de Nijmegen es el recomendado por la ISTH, solo el 30% de los participantes de Europa y Australia lo utilizan, quizá por su alto costo al utilizar plasma deficitario para realizar las diluciones ⁽²⁷⁾.
2. Existen numerosas adaptaciones de ambos ensayos, como utilizar plasma calibrador en lugar de pool de plasma regulado, o utilizar solución acuosa o solución de albúmina bovina al 4% para preparar las diluciones del paciente en lugar de plasma deficiente en FVIII. Ninguna de estas metodologías está clínicamente validada.

EJEMPLOS DE CÁLCULO DE LA POTENCIA DE UN INHIBIDOR

El nivel FVIII informado corresponde al promedio de tres determinaciones realizadas. En general, se informa el valor que corresponde al punto de FVIII residual alrededor de 50%, en este caso la dilución ¼, es decir 4,4 UB/mL. Algunos autores sugieren promediar los valores obtenidos con cada dilución ⁽²⁸⁾.

Conclusiones

En la hemofilia adquirida se requiere de un diagnóstico precoz, que permita el rápido tratamiento de un paciente con hemorragia. El paciente en las pruebas basales de hemostasia mostrará un tiempo de protrombina normal, un aPTT “siempre” prolongado y estudio de mezclas que no corrige con plasma normal. El dosaje de FVIII estará siempre disminuido y los otros factores podrán estar normales o falsamente disminuidos in vitro. Actualmente los ensayos para cuantificar la potencia del inhibidor tienen gran variabilidad y el porcentaje de falsos positivos y negativos es muy alto, constituyendo un desafío para el laboratorio desarrollar métodos con un menor coeficiente de variación y mayor reproducibilidad, dado que esta patología esta en continuo aumento. La gran variabilidad en los resultados mostrados por los distintos Programas de Evaluación Externas de Calidad se debe a que:
a) Los diferentes plasmas deficitarios utilizados en el ensayo de Nijmegen tienen distintas concentraciones de FVIII y de Factor von Willebrand;
b) Las mezclas de plasma normal tamponado tienen diferente concentración de los otros factores (debe contener un valor cercano al 100% de FVIII);
c) No todos toman la dilución de la muestra que deje un FVIII residual cercano al 50%. Actualmente está en marcha un estudio multicéntrico para estandarizar estos ensayos e identificar los factores que contribuyen con mayor potencia a la variabilidad.

Referencias bibliográficas

1. Baudo F, de Cataldo F. Acquired hemophilia: a critical bleeding syndrome. Haematologica 2004 Jan; 89 (1): 96-100.         [ Links ]

2. Webert KE. Acquired hemophilia A. Semin Thromb Hemost 2012 Oct; 38 (7): 735-41.         [ Links ]

3. Coppola A, Favaloro EJ, Tufano A, Di Minno MN, Cerbone AM, Franchini M. Acquired inhibitors of coagulation factors: part I-acquired hemophilia A. Semin Thromb Hemost 2012 Jul; 38 (5): 433-46.         [ Links ]

4. Collins PW, Hirsch S, Baglin TP, Dolan G, Hanley J, Makris M, et al. UK Haemophilia Centre Doctors’ organization. Acquired hemophilia A in the United Kingdom: a 2-year national surveillance study by the United Kingdom. Blood 2007 Mar 1; 109 (5): 1870-7.

5. Franchini M, Lippi G. How I treat Acquired factor VIII inhibitors. Blood 2008 Jul 15; 112 (2): 250-5.         [ Links ]

6. Knoebl P, Marco P, Baudo F, Collins P, Huth-Kühne A, Nemes L, et al. EACH2 Registry Contributors. Demographic and clinical data in acquired hemophilia A: results from the European Acquired Haemophilia Registry (EACH2). J Thromb Haemost 2012 Apr; 10 (4): 622-31        [ Links ]

7. Bitting RL, Bent S, Li Y, Kohlwes J. The prognosis and treatment of acquired hemophilia: a systematic review and meta-analysis. Blood Coagul Fibrinolysis 2009 Oct; 20 (7): 517-23.         [ Links ]

8. Borg JY, Guillet B, Le Cam-Duchez V, Goudemand J, Lévesque H; SACHA Study Group. Outcome of acquired haemophilia in France: the prospective SACHA (Surveillance des Auto anti Corps au cours de l’Hémophilie Acquise) registry. Haemophilia 2013 Jul; 19 (4): 564-70.

9. Delgado J, Jimenez-Yuste V, Hernandez-Navarro F, Villar A. Acquired haemophilia: review and meta-analysis focused on therapy and prognostic factors. Br J Haematol 2003 Apr; 121 (1): 21-35.         [ Links ]

10. Alzate M, Meschengieser S, Blanco A, Grosso S, Lazzari M, Sanchez-Luceros A. Acquired Hemophilia A. Experience of a Single Center. Blood 2013 Nov; 15 (122): 4781.         [ Links ]

11. Collins PW. Treatment of acquired haemophilia. J Thromb Haemost 2007; 5: 893-900.         [ Links ]

12. Sallah S, Wan JY. Inhibitors against factor VIII in patients with cancer. Analysis of 41 patients. Cancer 2001 Mar 15; 91 (6): 1067-74.         [ Links ]

13. Franchini M. Postpartum acquired factor VIII inhibitors. Am J Hematol 2006 Oct; 81 (10): 768-73.         [ Links ]

14. Verbruggen B. Diagnosis and quantification of FVIII inhibitors. Haemophilia 2010; 16 (102): 20-4.         [ Links ]

15. Verbruggen B, NovakováI, vanHeerde W . Detecting and quantifying functional and inhibitor in hemostasis En: S Kitchen, J Olson and E Preston editors .Quality in Laboratory Hemostasis and Thrombosis; London: Blackwell Publishing; 2009: 198-207.         [ Links ]

16. Kitchen S, Preston FE. Assay of factor VIII and other clotting factors En: S Kitchen, J Olson and E Preston editors Quality in Laboratory Hemostasis and Thrombosis; Londres: Blackwell Publishing; 2009: 81-9.         [ Links ]

17. Grosso S, Blanco A. Inhibidores anti FVIII: titulación. En: Grupo Argentino de Hemostasia, editores, 2º edición. Fundamentos para el manejo práctico en el laboratorio de Hemostasia. La Plata: Federación Bioquímica de la Pcia de Buenos Aires, 2013. p. 532-5.         [ Links ]

18. Sborov DW, Rodgers GM. How I manage patients with acquired haemophilia A. Br J Haematol 2013 Apr; 161(2): 157-65.         [ Links ]

19. Favaloro EJ, Verbruggenand B, Miller CH. Laboratory testing for factor inhibitors. Haemophilia 2014; 20 (Suppl. 4); 94–8.

20. Collection, transport and processing of blood specimens for testing plasma based coagulation assays and molecular hemostasis assays. Document H21-A5. 5th edition Approved Guidelines 2008. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). USA.ISBN 1-56238-657-3.         [ Links ]

21. Kordich L, Duboscq C. Control de calidad en el laboratorio de hemostasia. En: Grupo Argentino de Hemostasia, editores. Fundamentos para el manejo práctico en el laboratorio de Hemostasia. 2da. ed., La Plata: Federación Bioquímica de la Prov. de Buenos Aires 2013. p. 117-48.         [ Links ]

22. Pengo V, Tripodi A, Reber G, Rand JH, Ortel TL, Galli M, et al. On behalf of the Scientific and Standardization Committee on Lupus Anticoagulant/Phospholipid- dependent antibodies. Update of the Guidelines for Lupus Anticoagulant detection. J Thromb Haemost 2009; 7: 1737–40.

23. Verbruggen B, Novakova I, Wessels H, Boezeman J, van den Berg M, Mauser-Bunschoten E. The Nijmegen modification of the Bethesda assay for FVIII-C inhibitors: improved specificity and reliability. Thromb Haemost 1995; 73: 247-51.         [ Links ]

24. Kitchen S, Jennings I, Preston FE, Kitchen DP, Woods TA, Walker ID. Interlaboratory variation in FVIII: C inhibitor assay results is sufficient to influence patient’s management: data from the UK national quality external assessment scheme for blood coagulation. Semin Thromb Hemost 2009; 35 (8): 778-85.

25. Meijer P, Verbruggen B. The between-laboratory variation of factor VIII inhibitor testing: the experience of the external quality assessment program of the ECAT foundation. Semin Thromb Hemost 2009; 35 (8): 786-93.         [ Links ]

26. Bonar RA, Favaloro EJ, Marsden K. External quality assessment of factor VIII inhibitor assays. Semin Thromb Hemost 2013 Apr; 39 (3): 320-6.         [ Links ]

27. Kasper CK. Laboratory diagnosis of FVIII inhibitors in Kessler C, Garvey MB, Green D, et al. Acquired Hemophilia. 2nd Edition. Princeton: Excepta Medica 1995; p 9-23.         [ Links ]

Recibido: 16 de febrero de 2016.
Aceptado: 12 de mayo de 2016.