HEMOSTASIA Y TROMBOSIS

Así comienza la vida plaquetaria: un viaje desde los megacariocitos medulares a las plaquetas circulantes

The birth of a platelet: A trip from bone marrow megakaryocytes to circulating platelets

Começa assim a vida plaquetária: uma viagem desde os megacariócitos medulares às plaquetas circulantes

 

Leonardo Rivadeneyra^1,a, Paola Carla Ivani^2,b, Mirta Schattner^1,a, Roberto Gabriel Pozner^1,a,b

¹ Doctor de la Universidad de Buenos Aires.
² Estudiante de la Licenciatura de Ciencias Biológicas de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales de la Universidad de Buenos Aires.
^a Laboratorio de Trombosis Experimental, Instituto de Medicina Experimental (IMEX), CONICET Academia Nacional de Medicina, Argentina.
^b Depto. de Química Biológica, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Buenos Aires, Argentina.

CORRESPONDENCIA DR. ROBERTO POZNER Pacheco de Melo 3081 (CP 1425), CIUDAD AUTÓNOMA DE BUENOS AIRES, Argentina. E-mail: ropozner@hotmail.com

---

Resumen

Tal vez por haber sido consideradas como simples restos citoplasmáticos de los megacariocitos encargadas únicamente de la reparación de heridas, las plaquetas han tenido un lugar secundario en cuanto a su estudio e interés en comparación con los otros componentes celulares de la sangre. Sin embargo, en los últimos 20 años se ha avanzado mucho en el conocimiento de estas fascinantes células que de a poco han recobrado un lugar destacado dentro de la hematología. A lo largo de este trabajo se han revisado los aportes más destacados y novedosos acerca del proceso de biogénesis plaquetaria, su regulación por el microambiente medular y factores humorales, recorriendo desde la generación de megacariocitos hasta la liberación de plaquetas libres.

Palabras clave: Plaquetas; Megacariocitos; Hematopoyesis; Megacariopoyesis; Trombopoyesis; Biogénesis plaquetaria; Hemostasia; Trombosis; Citoquinas; Quemoquinas.

Summary

Perhaps for being considered mere megakaryocyte cytoplasmic debris responsible for wound repair alone, platelets have had a secondary role when compared to other cellular blood components. However, in the last 20 years we have learned much more about these fascinating cells, which have slowly regained a prominent place in hematology. This review discusses the most outstanding and novel contributions on platelet biogenesis, its regulation by the bone marrow microenvironment and humoral factors, analyzing from megakaryocyte generation to platelet release.

Keywords: Platelets; Megakaryocytes; Hematopoiesis; Megakaryopoiesis; Thrombopoiesis; Platelet biogenesis; Hemostasis; Thrombosis; Cytokines; Chemokines.

Resumo

Talvez por ter sido considerados simples restos citoplasmáticos dos megacariócitos, encarregadas apenas da reparação de feridas, as plaquetas têm tido um lugar secundário quanto a seu estudo e interesse em comparação com os outros componentes celulares do sangue. Entretanto, nos últimos 20 anos foi possível aprender muito a respeito destas fascinantes células que aos poucos foram recobrando um lugar de destaque dentro da hematologia. Ao longo deste trabalho foram revistas as contribuições mais destacadas e novas acerca do processo de biogênese plaquetária, sua regulação pelo microambiente medular e fatores humorais, percorrendo desde a geração de megacariócitos até a liberação de plaquetas livres.

Palavras-chave: Plaquetas; Megacariócitos; Hematopoese; Megacariopoese; Trombopoiese; Biogênese plaquetária; Hemóstase; Trombose; Citocinas; Quimiocinas.

---

 

Introducción

Las plaquetas, descubiertas en 1882 por Giulio Bizzozero, han sido tradicionalmente presentadas como restos citoplasmáticos de los megacariocitos (MCs)⁽¹⁾. Sin embargo, en la actualidad se considera que son células anucleadas y que, además de tener un rol fundamental en la hemostasia y la trombosis, participan también en el desarrollo de diferentes procesos tales como la remodelación tisular, la inflamación y el control de infecciones virales y bacterianas ⁽²⁾⁽³⁾. Estas células pueden realizar funciones tan variadas debido a que no sólo interactúan con otras plaquetas y con moléculas de la matriz extracelular, sino que también son capaces de interaccionar y modificar la activación de neutrófilos, monocitos y linfocitos ⁽⁴⁾. Además, en respuesta a diferentes estímulos pueden liberar potentes moléculas desde sus gránulos, las cuales participan y modifican los procesos anteriormente mencionados. Tal diversidad funcional es consistente con el hecho de que las plaquetas en los mamíferos se originaron durante el curso de la evolución a partir de un tipo de célula que cumple tanto funciones inmunes como hemostáticas representada filogenéticamente por los actuales trombocitos de los artrópodos, peces, aves y reptiles ⁽⁵⁾. De esta manera, las plaquetas han vuelto a atraer la atención de los científicos de diversas áreas, más allá de la hemostasia y la trombosis. Es por ello que en este trabajo se presentará una actualización acerca de cómo nacen las plaquetas sanguíneas.

Desarrollo megacariocítico

El desarrollo megacariocítico o megacariopoyesis (MCp) es el proceso por el cual las células madre hematopoyéticas (CMH) son comisionadas, proliferan y se diferencian a MCs maduros. Los MCs son células altamente especializadas cuya función es producir y liberar plaquetas a la circulación sanguínea. Luego de diferenciarse y madurar, estas células son fácilmente identificables dentro de la médula ósea (MO) ya que poseen un gran tamaño y un núcleo poliploide y multilobulado. Si bien a lo largo del tiempo se han utilizado diferentes características morfológicas, tinciones histológicas o marcadores bioquímicos para diferenciar los diferentes estadios del desarrollo megacariocítico, en general se distinguen tres tipos de progenitores morfológicamente diferenciables en la MO. El primero de ellos es el megacarioblasto que se asemeja a un linfocito tanto en forma como en tamaño, aunque se puede distinguir un núcleo bilobulado. A continuación, se desarrolla el promegacariocito el cual se caracteriza por poseer un núcleo con forma de riñón con dos o cuatro juegos de cromosomas (4 u 8N, respectivamente) pero con un mayor espacio citoplasmático que el estadio anterior, haciendo que su tamaño sea de hasta 50 µm. Finalmente, el MC es el de mayor tamaño (entre 50 y 150 µm), su núcleo es polilobulado y su citoplasma también es más grande que el de sus antecesores ⁽⁶⁾⁽⁷⁾. De los tres estadios, el MC es el más frecuente en la MO, superando el 50% de los MCs identificables en el espacio medular. Las características diferenciales de estos tres estadios se muestran en la Figura 1.

Figura 1. Progenie megacariocítica. Micrografías de la progenie megacariocítica reconocible en la MO visualizada con tinción de hematoxilina-eosina. Adaptado de Michelson, A.D., Platelets. 2013, 3rd edition. Oxford, United Kingdom: Elsevier.

Conceptualmente, la MCp puede ser dividida en dos grandes etapas. La primera proliferativa, la cual permite expandir el número de células que darán lugar a los precursores megacariocíticos y una segunda madurativa. Durante esta última etapa se producen los dos procesos principales que darán lugar a un MC maduro: la endomitosis a nivel nuclear y la maduración citoplasmática.

Maduración nuclear

A diferencia de otras células, los progenitores megacariocíticos poseen un ciclo celular particular ya que existe un defecto en el final de cada ciclo debido a una imposibilidad de formar completamente el anillo contráctil (compuesto de miosina II y F actina), cuya función es proveer la fuerza necesaria para la separación celular. Es por eso que durante este proceso las células duplican el contenido de ADN pero no completan la telofase ni realizan citocinesis ⁽⁸⁾⁽⁹⁾. Este fenómeno ocurre al final de la fase proliferativa en donde los precursores megacariocíticos mononucleares salen del estadio diploide para convertirse en células progenitoras que poseen un contenido de ADN que va desde 4 hasta 64 o 128N en un mismo núcleo polilobulado ^(10)(11). Si bien este proceso no ha sido completamente esclarecido, se cree que su función principal es realizar una amplificación génica para incrementar la síntesis de proteínas requeridas para completar la maduración granular y promover el aumento en el tamaño celular ⁽¹²⁾. Cabe señalar que la importancia de la poliploidización fue demostrada recientemente en el trabajo de Trakala et al., en donde se demuestra que si se bloquea la endomitosis, los MCs son capaces de poliploidizar por mecanismos alternativos ⁽¹³⁾.

Maduración citoplasmática

Como se menciona anteriormente, a medida que transcurre la maduración, los MCs sufren una serie de cambios a nivel citoplasmático mediante los cuales desarrollan un sistema de endomembranas, se forman diferentes tipos de gránulos y aumentan el número de organelas ⁽⁷⁾. Una de las características distintivas de los MCs es el sistema de demarcación de membrana (SDM), que está formado por una extensa red de canales membranosos compuestos por túbulos y cisternas aplastadas que derivan de invaginaciones tubulares de la membrana plasmática. Esta estructura sub-celular es detectable por técnicas de microscopía electrónica en el final del desarrollo megacariocítico y se vuelve evidente en MCs maduros, en donde atraviesa todo su citoplasma. El SDM permite que los MCs y las plaquetas posean una mayor superficie de contacto con el medio externo y constituye además un reservorio de membrana para la formación y extensión de proplaquetas (estructuras a partir de las cuales se liberan las plaquetas que será explicada más adelante) ^(14-16).

También desarrollan un sistema tubular denso (STD) que constituye el principal reservorio de Ca2+intracelular y es donde se sintetizan las prostaglandinas ⁽¹⁷⁾. A diferencia del SDM, este sistema no se encuentra en contacto con el medio exterior y deriva del retículo endoplásmico ⁽¹⁸⁾. La última de las características de la maduración citoplasmática de los MCs es la aparición progresiva de una variedad de gránulos secretorios. Los más abundantes son los alfa y si bien estos gránulos fueron considerados una población homogénea de organelas circulares de entre 200 y 500 nm, hoy se sabe que su morfología puede ser tubular y su contenido heterogéneo ^(19)(20). Estas estructuras se originan de manera endógena empaquetando proteínas desde el trans-Golgi ⁽²¹⁾ o a través de la captación de proteínas plasmáticas mediante procesos de endocitosis mediada por receptor o por pinocitosis ⁽²²⁾. Las diferentes moléculas presentes en los gránulos alfa se detallan en la Tabla I.

Tabla 1. Principales componentes de los gránulos alfa megacariocíticos y plaquetarios.

Por otra parte, los gránulos densos son de aparición más tardía, menos numerosos que los alfa y presentan un tamaño menor (250 nm en promedio). Su nombre se debe a que son reconocibles mediante micrografía electrónica por su centro electro-denso ⁽²³⁾ y contienen ATP, ADP, serotonina, cationes divalentes y polifosfatos ⁽²⁴⁾.

Trombopoyesis

La culminación de la maduración megacariocítica da comienzo a un proceso conocido como trombopoyesis. Si bien desde 1906 se reconoce que las plaquetas derivan de los MCs ⁽²⁵⁾, el mecanismo por el cual se forman y liberan a circulación permaneció inexplorado durante muchos años. Para explicar este proceso se propusieron diferentes modelos que incluían el brote de las plaquetas desde la periferia del MC ^(26)(27), la fragmentación citoplasmática a partir del SDM ^{(27) (28)} y la liberación de procesos proplaquetarios que luego liberarían plaquetas individuales ⁽²⁹⁾. El modelo actualmente aceptado propone que la biogénesis plaquetaria ocurre mediante la formación de dos intermediarios entre el MC maduro y las plaquetas libres, las proplaquetas y las preplaquetas ⁽³⁰⁾. Este modelo plantea que los MCs maduros extienden procesos citoplasmáticos largos y ramificados denominados proplaquetas. Estas extensiones están compuestas por engrosamientos en tandem del tamaño de plaquetas conectados por finos puentes citoplasmáticos ⁽²⁹⁾. Las primeras evidencias surgieron en el año 1969, cuando se registraron múltiples imágenes de proplaquetas extendiéndose dentro de los sinusoides medulares ^(31)(32). Luego, estas estructuras proplaquetarias fueron obtenidas de manera espontánea a partir de cultivos in vitro de MCs derivados de CMH de hígado fetal murino ^(29)(30)(33) y de CMH humanas estimuladas con el factor de crecimiento específico del linaje megacariocítico/plaquetario ^(34-36).
Durante la formación y extensión de las proplaquetas el MC concentra todo su citoplasma en las extensiones proplaquetarias. Este proceso comienza con la erosión de uno de los polos del citoplasma causando la formación de pequeños pseudópodos. A continuación, estos pseudópodos comienzan a elongarse formando finos túbulos de diámetro uniforme mientras que se ramifican y se forman engrosamientos a lo largo de toda su longitud. Estas ramificaciones se condensan en la forma lamelar y vuelven a dividirse, amplificando de esta manera el número de ramificaciones en cada ciclo de conversión lamelar/ramificada. Eventualmente, las proplaquetas se desprenden del cuerpo del MC y éste se transforma en un núcleo residual rodeado por una red de procesos proplaquetarios (Figura 2) ⁽²⁹⁾.

Figura 2. Generación de proplaquetas. Secuencia de fotos en el tiempo que muestran los eventos esenciales que llevan a la formación de proplaquetas in vitro. (A) La producción de proplaquetas comienza cuando el citoplasma del MC se erosiona en un polo (asterisco blanco). (B y C) Las proplaquetas (flecha blanca) se extienden a lo largo del cuerpo del MC a medida que se extienden y ramifican. (D) Finalmente, las proplaquetas se contraen y se separan del cuerpo celular residual del MC (flecha blanca). Adaptada de Italiano JE, et al. J Cell Biol 1999.

La fuerza necesaria para la extensión de los procesos proplaquetarios es provista por el citoesqueleto de tubulina y actina ^(37)(38). Dentro de las diferentes isoformas de tubulina, la b1 es la principal en los MCs y su reorganización es esencial para la formación y extensión de las proplaquetas (39). Cuando el MC comienza a generar la estructuras proplaquetarias, los microtúbulos se organizan de manera cortical formando haces gruesos por debajo de la membrana plasmática. Luego, comienzan a extenderse pseudópodos y los microtúbulos forman arreglos lineales que se prolongan por toda la longitud de la proplaquetas. El extremo más distante de cada uno de estos procesos tiene un engrosamiento del tamaño de una plaqueta que contiene un anillo de microtúbulos delimitando a una plaqueta naciente ⁽³⁰⁾. Además de participar en la elongación de las proplaquetas, los microtúbulos también permiten el transporte de organelas y gránulos dentro de las proplaquetas. Estas estructuras intracelulares se asocian a proteínas motoras (como la kinesina) y son enviadas individualmente desde el cuerpo del MC hacia el interior de las proplaquetas, moviéndose bidireccionalmente hasta que son capturadas por el extremo proplaquetario ⁽⁴⁰⁾. En cuanto al citoesqueleto de actina, su función ha sido menos estudiada y solamente ha sido establecido que la F-actina se encuentra presente a lo largo de toda la proplaqueta y es la encargada de generar el curvamiento inicial para que se genere una bifurcación proplaquetaria ⁽⁴¹⁾. Una vez que los engrosamientos proplaquetarios contienen todos los componentes de una plaqueta funcional, las proplaquetas son escindidas del cuerpo del MC y liberadas hacia el torrente sanguíneo ⁽⁴²⁾.
En el año 2010, se describió un nuevo intermediario de la biogénesis plaquetaria conocido como preplaqueta. Estas estructuras fueron encontradas en sangre periférica, tienen mayor tamaño que una plaqueta madura y pueden presentar forma circular o de mancuerna. Estas dos formas son interconvertibles entre sí y permiten a las preplaquetas mezclar y volver a distribuir el contenido granular. Finalmente la forma de mancuerna se escinde por su parte central dando lugar a dos plaquetas libres (Figura 3) ⁽³⁰⁾.

Figura 3. Modelo de producción de plaquetas. (A) Las proplaquetas se extienden utilizando el citoesqueleto de tubulina. El final de cada proplaqueta contiene un engrosamiento del tamaño de una plaqueta y las mitocondrias y gránulos (esferas amarillas y naranjas) son transportadas hacia dichos extremos. (B) El MC completo se convierte en proplaquetas que son liberadas a circulación a través de los sinusoides medulares. (C) Las proplaquetas en circulación se transforman en preplaquetas, la cual adopta la forma circular o de mancuerna. Esta última se escinde por el centro para liberar dos plaquetas individuales. Adaptada de Italiano, JE. Semin Thromb Hemost 2013; 39: 15–24.

Diferentes trabajos han fortalecido este modelo de generación de plaquetas, aunque recientemente Nishimura et al. demostraron que cuando existe una necesidad aguda de plaquetas los MCs son capaces de liberar plaquetas funcionales a través de un mecanismo regulado por la IL-1a pero sin formar pre ni proplaquetas. Mediante este proceso el rendimiento de plaquetas es aproximadamente 20 veces mayor que el que se obtiene mediante la formación de proplaquetas. De esta manera, durante el estado estacionario la trombopoyesis respondería al modelo proplaquetario regulado por trombopoyetina (TPO), mientras que, ante una necesidad extrema de plaquetas se activaría este nuevo mecanismo dependiente de IL-1a ⁽⁴³⁾.
A pesar de los grandes avances logrados en el conocimiento de este proceso, existen aún numerosos interrogantes acerca de la trombopoyesis, como por ejemplo cuáles son las señales que inician el proceso de formación de proplaquetas o los mecanismos que llevan a su fragmentación para formar las preplaquetas. Incluso, se desconocen las fuerzas que promueven que las preplaquetas en forma de mancuerna se escindan para dar lugar a las plaquetas funcionales tal y como se las conoce.

Rol del microambiente medular en la biogénesis plaquetaria

La MO es un tejido complejo protegido por los huesos dedicado a la producción de los diferentes tipos celulares que componen la sangre ⁽⁴⁴⁾. Dentro de las cavidades de los huesos, la MO se constituye como una red tridimensional de sinusoides ramificados rodeados por colonias de células hematopoyéticas inmersas en una malla de componentes de la matriz extracelular y factores humorales (Figura 4). Las células que componen el estroma medular incluyen osteoblastos, células endoteliales, macrófagos, células reticulares no fagocíticas (incluyendo miofibroblastos y células adventicias sinusoidales) y células madre mesenquimales ⁽⁴⁵⁾. Las células estromales de la MO regulan la hematopoyesis a través de la expresión de citoquinas u otras macromoléculas solubles o unidas a membrana, contra receptores para integrinas y otras moléculas de adhesión presentes en la superficie de las células hematopoyéticas ⁽⁴⁶⁾.

Figura 4. Anatomía de la médula ósea. Las CMH en un humano adulto residen principalmente dentro de la MO que es un órgano complejo que contiene diferentes tipos celulares, tanto hematopoyéticos como no hematopoyéticos. (A) Anatomía de un hueso con las diferentes partes que lo conforman. (B) La interfase entre el hueso y la MO se denomina endostio. Esta estructura se encuentra cubierta de células que recubren el hueso incluyendo osteoblastos y osteoclastos. Las arterias transportan oxígeno, nutrientes y factores de crecimiento dentro de la MO y se extienden hasta coalescer en un sinusoide central que conforma la circulación venosa. Los sinusoides son vénulas especializadas que componen una red reticular de vasos fenestrados que permiten que las células entren y salgan a circulación. (C) Arquitectura funcional de la MO. La maduración megacariocítica ocurre desde el nicho endostial al vascular en una migración regulada principalmente por el gradiente de citoquinas y quemoquinas. Lo MCs maduros (flechas negras) se apoyan sobre los sinusoides (línea punteada azul) para liberar proplaquetas a circulación. Adaptada de Morrison, SJ. Nature 2014 Jan 16; 505 (7483): 327-34.

Organización de los nichos medulares

Dentro de la MO, los mecanismos de diferenciación celular y tránsito hacia el torrente sanguíneo están estrictamente regulados para satisfacer los diferentes requerimientos fisiológicos. La arquitectura medular permite reconocer diferentes nichos cuyo microambiente mantiene y regula un tipo particular de célula progenitora. En base a la composición y localización de los diferentes tipos celulares se definen dos microambientes o nichos medulares. Uno vascular, compuesto principalmente por células endoteliales, células reticulares y células estromales mesenquimales llamado nicho vascular ^{(47) (48)} y otro asociado al endostio (interfase entre el hueso y la MO) compuesto por osteoblastos o células de su linaje llamado nicho osteblástico o endostial ⁽⁴⁹⁾. Históricamente, los MCs se asociaron al nicho vascular donde fueron observados adyacentes a los sinusoides medulares tanto in vivo como ex vivo ^{(32) (42)}. Sin embargo, estudios más recientes demostraron que estas células pueden estar ubicadas en porciones anatómicas diferentes asociándose tanto al nicho vascular como al osteblástico ^(50)(51). El modelo actual propone que a medida que los MCs maduran, migran del nicho osteoblástico al vascular para finalmente liberar desde allí las proplaquetas a la circulación ⁽⁵²⁾.
El colágeno tipo I es el componente más abundante del nicho osteoblástico ⁽⁵³⁾. Curiosamente, la unión de MCs a este tipo de colágeno inhibe la formación de proplaquetas ^(54)(55) sugiriendo que en condiciones fisiológicas el nicho osteoblástico impide la formación de dichas estructuras ⁽⁵⁶⁾. Por otra parte, utilizando un modelo de co-cultivo de osteoblastos junto con CMH, se observó que las células forman un nicho que favorece la deposición de colágeno tipo I y crea un entorno que promueve su diferenciación al linaje megacariocítico pero no permite completar su maduración ni que se extiendan las proplaquetas ⁽⁵⁷⁾. Esto apoya la idea de que el colágeno tipo I en el nicho osteoblástico actúa como supresor de la formación de proplaquetas permitiendo al mismo tiempo que la MCp ocurra en sus primeros estadios de diferenciación. Durante los estadios finales de la biogénesis plaquetaria, los MCs se localizan en las cercanías de los sinusoides medulares en donde entran en contacto con una gran variedad de citoquinas y quemoquinas que son producidas y liberadas por los diferentes tipos celulares del nicho vascular. Dentro de ellas, el factor derivado del estroma 1a (SDF-1a, del inglés Stroma-derived Factor-1 a) fue la primera quemoquina implicada en el direccionamiento de los MCs hacia el nicho vascular ⁽⁵⁸⁾. El SDF-1 a regula la migración de los MCs a través de su receptor específico, el CXCR4, por lo que su expresión durante la MCp está delicadamente regulada ⁽⁵⁹⁾. Finalmente, la importancia de esta quemoquina en la MCp fue demostrada por Avecilla y colaboradores que observaron el restablecimiento de la trombopoyesis en ratones knock out para la TPO y su receptor mediante el suministro de SDF-1a en conjunto con el factor de crecimiento de fibroblastos ⁽⁶⁰⁾.
En línea con estos estudios, ha sido recientemente reportado que la administración de SDF-1a o el uso de fármacos que propician un aumento de su estabilidad a nivel endógeno favorecen la asociación de los MCs con los sinusoides medulares y consecuentemente la generación de plaquetas. En particular, utilizando un modelo de injuria por irradiación, los autores demostraron que la fluctuación dinámica en la distribución espacial y temporal del SDF-1a se correlaciona con el posicionamiento de los MCs dentro del nicho vascular ⁽⁶¹⁾. Además, otro trabajo ha mostrado recientemente que algunas señales angiogénicas también se encuentran involucradas en la relocalización de los MCs en el nicho vascular provocando un aumento de la producción plaquetaria ⁽⁶²⁾. En resumen, la idea de los MCs como células estáticas de la MO ha ido evolucionando hacia un modelo dinámico en el cual estas células maduran a medida que migran por los diferentes nichos dirigidos por estímulos específicos. De este modo, el nicho osteoblástico proporciona un entorno que permite que los precursores megacariocíticos proliferen, se diferencien y comiencen a madurar, mientras que el nicho vascular promueve principalmente la trombopoyesis.

Regulación humoral de la Megacariopoyesis

Inicialmente se consideraba que el desarrollo de los MCs, al igual que el de otros linajes celulares sanguíneos, requería de la acción de al menos dos factores humorales distintos: uno de acción temprana, promotor de la proliferación celular y otro, más tardío, capaz de estimular la maduración. Los primeros hallazgos demostraron que tanto las interleuquinas (IL)-3, 6 y 11 como el factor de crecimiento de células madre (SCF, del inglés stem cell factor) eran capaces de estimular los estadios iniciales de la MCp ⁽⁶³⁾. Sin embargo, no se logró identificar un factor destinado a la maduración final de estas células hasta 1994. Ese año, el concepto fue reemplazado por una teoría unificadora gracias a que cinco grupos de trabajo, mediante diferentes estrategias experimentales pudieron sentar las bases que permitieron establecer que el principal factor humoral responsable del desarrollo megacariocítico/plaquetario era la TPO y que su receptor era el c-mpl ^(64-68). Estos hallazgos dieron inicio a una nueva era de sistemas de cultivo que permitieron estudiar la biogénesis plaquetaria y comprender mejor todos los procesos implicados ⁽⁴⁶⁾.
El primer paso para el descubrimiento del eje TPO/c-mpl fue la identificación del virus responsable de la leucemia mieloproliferativa murina denominado MPLV (del inglés Myeloproliferative Leukemia Virus) ⁽⁶⁹⁾. El oncogén transformante (v-mpl) fue reportado recién en 1990 ⁽⁷⁰⁾ y gracias a este hallazgo, fue clonado el correspondiente proto-oncogen celular humano (c- Mpl) ⁽⁷¹⁾. Esta proteína fue posteriormente clasificada dentro de la superfamilia de receptores para factores de crecimiento y a su vez dentro de la subfamilia “tipo I” (junto con los receptores para eritropoyetina (EPO), factor de crecimiento granulocítico (G-CSF), factor de crecimiento granulo-monocítico (GM-CSF) y las IL-1 a la 7, entre otras), ya que carece de actividad quinasa intrínseca. El gen del c-mpl humano está compuesto por 12 exones que codifican para una proteína de 635 aminoácidos (AA) y 71 kDa. Tanto en humanos como en ratones existen 3 formas diferentes del mpl generadas por splicing alternativo pero sólo una de ellas es completamente funcional ⁽⁷²⁾. Este receptor es expresado principalmente por plaquetas y MCs. La TPO es sintetizada principalmente en hígado, riñón y estroma medular como un precursor polipeptídico de 353 AA de 36 kDa ⁽⁷³⁾. Luego de la eliminación del péptido señal de 21 AA, la cadena resultante presenta un extremo amino-terminal de 154 AA que muestra una alta homología con la EPO mientras que el carboxi-terminal de 178 AA está altamente glicosilado ⁽⁷⁴⁾ y resultando en una glicoproteína de 95 kDa que no es almacenada de manera intracelular ⁽⁷⁵⁾.
La unión de la TPO con su receptor no solo afecta la biogénesis plaquetaria, sino que también regula los niveles de TPO así como la expresión de c-mpl. De hecho, luego de la unión de la TPO al c-mpl de plaquetas y MCs, el complejo es internalizado, degradado en el proteasoma y parcialmente reciclado hacia la superficie⁽⁷⁶⁾. Este mecanismo dinámico es fundamental en la regulación de los niveles de TPO medulares y plasmáticos ⁽⁷⁷⁾. De esta manera, durante el estado estacionario, es decir que la cantidad de plaquetas circulantes se mantiene constante, la concentración de TPO plasmática es regulada por la masa de MCs y plaquetas ⁽⁷⁸⁾. La TPO que logra ingresar en la MO, así como la que es producida en la propia médula, puede ser unida por células de todos los estadios del desarrollo megacariocítico, aunque recientemente se observó que en ratones, las únicas células que requieren TPO para continuar en el camino del desarrollo de MCs son los progenitores más tempranos ⁽⁷⁹⁾.
Hoy se sabe que la interacción TPO/c-mpl es la principal responsable del crecimiento y desarrollo de MCs a partir de la CMH. Entre sus principales funciones biológicas, se puede destacar que:
• Aumenta el número y tamaño de MCs ⁽⁸⁰⁾.
• Estimula la expresión de glicoproteínas y gránulos plaquetarios específicas ^(81)(82).
• Es el principal estímulo de la endomitosis y poliploidización de MCs ⁽⁶³⁾.
• Promueve el desarrollo del sistema de demarcación de membranas (SDM)⁽⁸²⁾.

Como consecuencia de la eliminación génica de este factor de crecimiento (al igual que la de su receptor) se produce una severa trombocitopenia presentando una reducción de más del 95% de los progenitores comisionados al linaje megacariocítico en la MO ^(83)(84). Sin embargo, hoy se sabe que existe biogénesis plaquetaria independiente del eje TPO/cmpl, tal como ocurre con el SDF-1 a o la IL-1a ⁽⁶⁰⁾. En situaciones en las que el sangrado o el consumo llevan a un descenso en el número de plaquetas circulantes, el consiguiente aumento de los niveles de TPO que logran alcanzar la MO permite que una mayor proporción de progenitores tempranos sean comisionados al linaje megacariocítico o que se complete el desarrollo de MCs. El resultado, luego del retardo que demanda que los MCs maduren (hasta 12 días en el humano), es un aumento de la producción de plaquetas que inicialmente supera incluso los niveles previos y luego se normaliza. Por lo tanto, en general se acepta que en condiciones fisiológicas, la biogénesis plaquetaria es controlada por un fino equilibrio regulado por las células terminales e iniciales de este proceso, manteniendo los niveles de plaquetas circulantes en un estado estacionario que puede variar considerablemente entre individuos (los adultos normales tienen plaquetas entre 150 y 450 x 109/L de sangre) y especies (por ejemplo los ratones tienen alrededor de 1000 x 109/L de sangre).
En base a este mecanismo de autorregulación, aquellas condiciones clínicas que presentan un recuento de plaquetas disminuido y una menor masa de MCs medulares (como ocurre en la anemia aplásica) pueden ser explicadas por altos niveles plasmáticos de TPO, debido a la limitada cantidad de c-Mpl disponible para unirla ⁽⁷⁷⁾. Sin embargo, esta correlación no se mantiene en otras trombocitopenias asociadas a patologías como los síndromes mielodisplásicos y la trombocitopenia inmune (TPI) y las causas de estas diferencias aún no han sido dilucidadas (85).

Mecanismos de señalización involucrados en la MCp

La interacción entre la TPO y el c-Mpl promueve su dimerización. Al igual que otros receptores para citoquinas, la fosforilación de tirosinas es esencial para la iniciación de la señal y los subsecuentes eventos de transducción. A diferencia de aquellos receptores para factores de crecimiento hematopoyéticos que presentan actividad de tirosina-quinasa intrínseca, la fosforilación del c-Mpl es debida a una tirosina-quinasa citoplasmática denominada JAK2 que se activa como consecuencia del cambio en la conformación del c-Mpl luego de su unión con la TPO ⁽⁸⁶⁾. La activación de JAK2 promueve la fosforilación de los residuos de tirosina en la porción distal del c-Mpl generando un sitio de reclutamiento de proteínas SH2. De esta manera, la unión de la TPO al c-Mpl gatilla al menos tres eventos de señalización críticos que median los efectos de este factor de crecimiento sobre células hematopoyéticas humanas:
• Fosforilación y activación de un grupo de proteínas denominado STATs (del inglés Signal Transducers and Activators of Transcription). Las STATs fosforiladas, dimerizan, translocan al núcleo y estimulan la transcripción de genes específicos ⁽⁸⁷⁾.
• Activación de la fosfatidilinositol-3 quinasa (PI3K) que activa Akt (también llamada PKB), que está implicada en la proliferación celular dependiente de ciclinas a través del factor nuclear-kappa B ^(88)(89).
• Activación del eje Ras/RAF/MEK/ERK, cuyo resultado final es la fosforilación de los factores nucleares c-Jun, c-Fos y Elk1, los cuales promueven principalmente la endomitosis de MCs ⁽⁹⁰⁾.

Junto con los efectos descritos en MCs y sus precursores inmediatos, la TPO también permite la supervivencia de CMH ⁽⁹¹⁾ y actúa en forma sinérgica con la IL-3 y el SCF para inducir la entrada de estas células al ciclo celular resultando en un aumento de la producción de CMH y células progenitoras comisionadas de todos los linajes ⁽⁹²⁾. De esta manera, los efectos inhibitorios a nivel de todos los estadios de la MCp, la supresión génica de TPO o de su receptor, se asocia con una reducción significativa de los valores normales del número de células progenitoras de otros linajes, afectando principalmente al eritroide ⁽⁸⁴⁾.

Estrategias terapéuticas para el manejo clínico de trombocitopenias. De la mesada al paciente

El clonando de la TPO también fue el inicio de una nueva era en el desarrollo de terapias para pacientes con disminución en el recuento de plaquetas, especialmente aquellos que no respondían a los tratamientos convencionales. Luego de algunos pasos en falso que intentaron mimetizar estructuralmente esta citoquina, se comenzaron a desarrollar miméticos funcionales con características de agonista del receptor. Gracias a ello, existen dos agentes aprobados por la Administración de Alimentos y Medicamentos de Estados Unidos de América (FDA) para el tratamiento de las TPI en adultos o niños llamados Romiplostim y Eltrombopag. Más aún, su uso se ha extendido a las trombocitopenias asociadas a hepatitis C y cirrosis, y a la anemia aplásica, aunque estos compuestos no son la primera línea de tratamiento ⁽⁹³⁾. Además, existen en curso algunos ensayos clínicos que dan cuenta de su eficacia en pacientes con trombocitopenia asociada al gen MYH9, síndrome de Wiskott-Aldrich o aquellos que deben someterse a un procedimiento quirúrgico y no pueden recuperar su recuento periférico mediante una transfusión de plaquetas ^(94-96).
El Romiplostim, originalmente designado como AMG-531, es una proteína de fusión recombinante denominada pepticuerpo, ya que posee un fragmento Fc de la inmunoglobulina humana unido covalentemente a dos dominios de unión al c-mpl en tandem. En el caso de Eltrombopag o SB-497115 se trata de una molécula pequeña de origen no peptídico que se une al c-mpl de manera diferente a la TPO ya que interacciona con la porción transmembrana del receptor (Figura 5). Además, la vía de administración también es distinta ya que el Romiplostim se inocula por vía subcutánea mientras que el Eltrombopag es de vía oral. Sin embargo, ambos agonsitas del c-mpl presentan una capacidad similar para recuperar el recuento plaquetario en sangre periférica los pacientes. Actualmente, un nuevo agonista del c-mpl no peptídico de vía oral llamado Avatrombopag (antes AKR- 501) está siendo evaluado en ensayos clínicos de fase 2 con resultados promisorios ⁽⁹⁷⁾.

Figura 5. Miméticos funcionales de la TPO. Mecanismo de acción de trombopoyetinomiméticos aprobados para uso clínico.

Referencias bibliográficas

1. Ribatti D, Crivellato E. Giulio Bizzozero and the discovery of platelets. Leuk Res 2007 Oct; 31 (10): 1339-41.         [ Links ]

2. Wagner DD. New links between inflammation and thrombosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2005 Jul; 25 (7): 1321-4.         [ Links ]

3. Yeaman MR. Platelets: at the nexus of antimicrobial defence. Nat Rev Microbiol 2014 Jun; 12 (6): 426-37.         [ Links ]

4. Semple JW, Italiano JE Jr., Freedman J. Platelets and the immune continuum. Nat Rev Immunol 2011 Apr; 11 (4): 264-74.         [ Links ]

5. Brass LF. Did dinosaurs have megakaryocytes? New ideas about platelets and their progenitors. J Clin Invest 2005 Dec; 115 (12): 3329-31.         [ Links ]

6. Long MW, Williams N, Ebbe S. Immature megakaryocytes in the mouse: physical characteristics, cell cycle status, and in vitro responsiveness to thrombopoietic stimulatory factor. Blood 1982 Mar; 59 (3): 569-75.         [ Links ]

7. Michelson AD. Platelets. 3rd. ed.         [ Links ] Oxford, United Kingdom: Elsevier; 2013.

8. Geddis AE, Fox NE, Tkachenko E, Kaushansky K. Endomitotic megakaryocytes that form a bipolar spindle exhibit cleavage furrow ingression followed by furrow regression. Cell Cycle 2007 Feb 15; 6 (4): 455-60.         [ Links ]

9. Lordier L, Jalil A, Aurade F, Larbret F, Larghero J, Debili N, et al. Megakaryocyte endomitosis is a failure of late cytokinesis related to defects in the contractile ring and Rho/Rock signaling. Blood 2008 Oct 15; 112 (8): 3164-74.         [ Links ]

10. Odell TT Jr., Jackson CW, Friday TJ. Megakaryocytopoiesis in rats with special reference to polyploidy. Blood 1970 Jun; 35 (6): 775-82.         [ Links ]

11. Zimmet J, Ravid K. Polyploidy: occurrence in nature, mechanisms, and significance for the megakaryocyteplatelet system. Exp Hematol 2000 Jan; 28 (1): 3-16.         [ Links ]

12. Raslova H, Roy L, Vourc’h C, Le Couedic JP, Brison O, Metivier D, et al. Megakaryocyte polyploidization is associated with a functional gene amplification. Blood 2003 Jan 15; 101 (2): 541-4.

13. Trakala M, Rodriguez-Acebes S, Maroto M, Symonds CE, Santamaria D, Ortega S, et al. Functional reprogramming of polyploidization in megakaryocytes. Dev Cell 2015 Jan 26; 32 (2): 155-67.         [ Links ]

14. Kautz J, De Marsh QB. Electron microscopy of sectioned blood and bone marrow elements. Rev Hematol 1955; 10 (2): 314-23; discussion, 24-44.         [ Links ]

15. Kostyak JC, Naik UP. Megakaryopoiesis: transcriptional insights into megakaryocyte maturation. Front Biosci 2007; 12: 2050-62.         [ Links ]

16. Schulze H, Korpal M, Hurov J, Kim SW, Zhang J, Cantley LC, et al. Characterization of the megakaryocyte demarcation membrane system and its role in thrombopoiesis. Blood 2006 May 15; 107 (10): 3868-75.         [ Links ]

17. Gerrard JM, White JG, Rao GH, Townsend D. Localization of platelet prostaglandin production in the platelet dense tubular system. Am J Pathol 1976 May; 83 (2): 283-98.         [ Links ]

18. Thon JN, Italiano JE. Platelets: production, morphology and ultrastructure. Handb Exp Pharmacol 2012; (210): 3-22.         [ Links ]

19. van Nispen tot Pannerden H, de Haas F, Geerts W, Posthuma G, van Dijk S, Heijnen HF. The platelet interior revisited: electron tomography reveals tubular alpha-granule subtypes. Blood 2010 Aug 19; 116 (7): 1147-56.         [ Links ]

20. Kamykowski J, Carlton P, Sehgal S, Storrie B. Quantitative immunofluorescence mapping reveals little functional coclustering of proteins within platelet alpha- granules. Blood 2011 Aug 4; 118 (5): 1370-3.         [ Links ]

21. Jones OP. Origin of megakaryocyte granules from Golgi vesicles. Anat Rec 1960 Oct; 138: 105-13.         [ Links ]

22. Handagama PJ, George JN, Shuman MA, McEver RP, Bainton DF. Incorporation of a circulating protein into megakaryocyte and platelet granules. Proc Natl Acad Sci U S A 1987 Feb; 84 (3): 861-5.         [ Links ]

23. Youssefian T, Cramer EM. Megakaryocyte dense granule components are sorted in multivesicular bodies. Blood 2000 Jun 15; 95 (12): 4004-7.         [ Links ]

24. Meyers KM, Holmsen H, Seachord CL. Comparative study of platelet dense granule constituents. Am J Physiol 1982 Sep; 243 (3): R454-61.         [ Links ]

25. Wright J. The origin and nature of blood platelets. Boston Med Surg J 1906; 154: 643-5.         [ Links ]

26. Djaldetti M, Fishman P, Bessler H, Notti I. SEM observations on the mechanism of platelet release from megakaryocytes. Thromb Haemost 1979 Aug 31; 42 (2): 611-20.         [ Links ]

27. Ihzumi T, Hattori A, Sanada M, Muto M. Megakaryocyte and platelet formation: a scanning electron microscope study in mouse spleen. Arch Histol Jpn 1977 Sep; 40 (4): 305-20.         [ Links ]

28. Shaklai M, Tavassoli M. Demarcation membrane system in rat megakaryocyte and the mechanism of platelet formation: a membrane reorganization process. J Ultrastruct Res 1978 Mar; 62 (3): 270-85.         [ Links ]

29. Italiano JE Jr., Lecine P, Shivdasani RA, Hartwig JH. Blood platelets are assembled principally at the ends of proplatelet processes produced by differentiated megakaryocytes. J Cell Biol 1999 Dec 13; 147 (6): 1299- 312.         [ Links ]

30. Thon JN, Montalvo A, Patel-Hett S, Devine MT, Richardson JL, Ehrlicher A, et al. Cytoskeletal mechanics of proplatelet maturation and platelet release. J Cell Biol 2010 Nov 15; 191 (4): 861-74.         [ Links ]

31. Behnke O. An electron microscope study of the rat megacaryocyte. II. Some aspects of platelet release and microtubules. J Ultrastruct Res 1969 Jan; 26 (1): 111-29.         [ Links ]

32. Becker RP, De Bruyn PP. The transmural passage of blood cells into myeloid sinusoids and the entry of platelets into the sinusoidal circulation; a scanning electron microscopic investigation. Am J Anat 1976 Feb; 145 (2): 183-205.         [ Links ]

33. Patel SR, Hartwig JH, Italiano JE Jr. The biogenesis of platelets from megakaryocyte proplatelets. J Clin Invest 2005 Dec; 115 (12): 3348-54.         [ Links ]

34. Choi ES, Nichol JL, Hokom MM, Hornkohl AC, Hunt P. Platelets generated in vitro from proplatelet-displaying human megakaryocytes are functional. Blood 1995 Jan 15; 85 (2): 402-13.         [ Links ]

35. Miyazaki R, Ogata H, Iguchi T, Sogo S, Kushida T, Ito T, et al. Comparative analyses of megakaryocytes derived from cord blood and bone marrow. Br J Haematol 2000 Mar; 108 (3): 602-9.         [ Links ]

36. Pozner RG, Negrotto S, D’Atri LP, Kotler ML, Lazzari MA, Gomez RM, et al. Prostacyclin prevents nitric oxide- induced megakaryocyte apoptosis. Br J Pharmacol 2005 Jun; 145 (3): 283-92.

37. Tablin F, Castro M, Leven RM. Blood platelet formation in vitro. The role of the cytoskeleton in megakaryocyte fragmentation. J Cell Sci 1990 Sep; 97 ( Pt 1): 59-70.         [ Links ]

38. Hartwig JH, Italiano JE Jr. Cytoskeletal mechanisms for platelet production. Blood Cells Mol Dis 2006 Mar-Apr; 36 (2): 99-103.         [ Links ]

39. Lecine P, Italiano JE Jr., Kim SW, Villeval JL, Shivdasani RA. Hematopoietic-specific beta 1 tubulin participates in a pathway of platelet biogenesis dependent on the transcription factor NF-E2. Blood 2000 Aug 15; 96 (4): 1366-73.         [ Links ]

40. Richardson JL, Shivdasani RA, Boers C, Hartwig JH, Italiano JE Jr. Mechanisms of organelle transport and capture along proplatelets during platelet production. Blood 2005 Dec 15; 106 (13): 4066-75.         [ Links ]

41. Patel SR, Richardson JL, Schulze H, Kahle E, Galjart N, Drabek K, et al. Differential roles of microtubule assembly and sliding in proplatelet formation by megakaryocytes. Blood 2005 Dec 15; 106 (13): 4076-85.         [ Links ]

42. Junt T, Schulze H, Chen Z, Massberg S, Goerge T, Krueger A, et al. Dynamic visualization of thrombopoiesis within bone marrow. Science 2007 Sep 21; 317 (5845): 1767-70.         [ Links ]

43. Nishimura S, Nagasaki M, Kunishima S, Sawaguchi A, Sakata A, Sakaguchi H, et al. IL-1alpha induces thrombopoiesis through megakaryocyte rupture in response to acute platelet needs. J Cell Biol 2015 May 11; 209 (3): 453-66.         [ Links ]

44. Fliedner TM, Calvo W, Klinnert V, Nothdurft W, Prummer O, Raghavachar A. Bone marrow structure and its possible significance for hematopoietic cell renewal. Ann N Y Acad Sci 1985; 459: 73-84.         [ Links ]

45. Porwit A, McCullough J, Erber W. Blood and bone marrow pathology. 2nd. ed London: Elsevier; 2011.         [ Links ] 46. Kaushansky K. Thrombopoiesis. Semin Hematol 2015 Jan; 52 (1): 4-11.         [ Links ]

47. Kiel MJ, Morrison SJ. Maintaining hematopoietic stem cells in the vascular niche. Immunity 2006 Dec; 25 (6): 862-4.         [ Links ]

48. Mendez-Ferrer S, Michurina TV, Ferraro F, Mazloom AR, Macarthur BD, Lira SA, et al. Mesenchymal and haematopoietic stem cells form a unique bone marrow niche. Nature 2010 Aug 12; 466 (7308): 829-34.         [ Links ]

49. Calvi LM, Adams GB, Weibrecht KW, Weber JM, Olson DP, Knight MC, et al. Osteoblastic cells regulate the haematopoietic stem cell niche. Nature 2003 Oct 23; 425 (6960): 841-6.         [ Links ]

50. Malara A, Currao M, Gruppi C, Celesti G, Viarengo G, Buracchi C, et al.Megakaryocytes contribute to the bone marrow-matrix environment by expressing fibronectin, type IV collagen, and laminin. Stem Cells 2014 Apr; 32 (4): 926-37.         [ Links ]

51. Heazlewood SY, Neaves RJ, Williams B, Haylock DN, Adams TE, Nilsson SK. Megakaryocytes co-localise with hemopoietic stem cells and release cytokines that up-regulate stem cell proliferation. Stem Cell Res 2013 Sep; 11 (2): 782-92.         [ Links ]

52. Malara A, Abbonante V, Di Buduo CA, Tozzi L, Currao M, Balduini A. The secret life of a megakaryocyte: emerging roles in bone marrow homeostasis control. Cell Mol Life Sci 2015 Apr; 72 (8): 1517-36.         [ Links ]

53. Foidart JM, Reddi AH. Immunofluorescent localization of type IV collagen and laminin during endochondral bone differentiation and regulation by pituitary growth hormone. Rev Biol 1980 Mar; 75 (1): 130-6.         [ Links ]

54. Sabri S, Jandrot-Perrus M, Bertoglio J, Farndale RW, Mas VM, Debili N, et al.Differential regulation of actin stress fiber assembly and proplatelet formation by alpha2beta1 integrin and GPVI in human megakaryocytes. Blood 2004 Nov 15; 104 (10): 3117-25.         [ Links ]

55. Sabri S, Foudi A, Boukour S, Franc B, Charrier S, Jandrot- Perrus M, et al. Deficiency in the Wiskott-Aldrich protein induces premature proplatelet formation and platelet production in the bone marrow compartment. Blood 2006 Jul 1; 108 (1): 134-40.         [ Links ]

56. Arai F, Suda T. Maintenance of quiescent hematopoietic stem cells in the osteoblastic niche. Ann N Y Acad Sci 2007 Jun; 1106: 41-53.         [ Links ]

57. Pallotta I, Lovett M, Rice W, Kaplan DL, Balduini A. Bone marrow osteoblastic niche: a new model to study physiological regulation of megakaryopoiesis. PLoS One 2009; 4 (12): e8359.         [ Links ]

58. Hamada T, Mohle R, Hesselgesser J, Hoxie J, Nachman RL, Moore MA, et al. Transendothelial migration of megakaryocytes in response to stromal cell-derived factor 1 (SDF-1) enhances platelet formation. J Exp Med 1998 Aug 3; 188 (3): 539-48.         [ Links ]

59. Wang JF, Liu ZY, Groopman JE. The alpha-chemokine receptor CXCR4 is expressed on the megakaryocytic lineage from progenitor to platelets and modulates migration and adhesion. Blood 1998 Aug 1; 92 (3): 756-64.         [ Links ]

60. Avecilla ST, Hattori K, Heissig B, Tejada R, Liao F, Shido K, et al. Chemokine-mediated interaction of hematopoietic progenitors with the bone marrow vascular niche is required for thrombopoiesis. Nat Med 2004 Jan; 10 (1): 64-71.         [ Links ]

61. Niswander LM, Fegan KH, Kingsley PD, McGrath KE, Palis J. SDF-1 dynamically mediates megakaryocyte niche occupancy and thrombopoiesis at steady state and following radiation injury. Blood 2014 Jul 10; 124 (2): 277-86.         [ Links ]

62. Pitchford SC, Lodie T, Rankin SM. VEGFR1 stimulates a CXCR4-dependent translocation of megakaryocytes to the vascular niche, enhancing platelet production in mice. Blood 2012 Oct 4; 120 (14): 2787-95.         [ Links ]

63. Broudy VC, Lin NL, Kaushansky K. Thrombopoietin (c-mpl ligand) acts synergistically with erythropoietin, stem cell factor, and interleukin-11 to enhance murine megakaryocyte colony growth and increases megakaryocyte ploidy in vitro. Blood 1995 Apr 1; 85 (7): 1719- 26.         [ Links ]

64. Kuter DJ, Beeler DL, Rosenberg RD. The purification of megapoietin: a physiological regulator of megakaryocyte growth and platelet production. Proc Natl Acad Sci U S A 1994 Nov 8; 91 (23): 11104-8.         [ Links ]

65. Sohma Y, Akahori H, Seki N, Hori T, Ogami K, Kato T, et al. Molecular cloning and chromosomal localization of the human thrombopoietin gene. FEBS Lett 1994 Oct 10; 353 (1): 57-61.         [ Links ]

66. Bartley TD, Bogenberger J, Hunt P, Li YS, Lu HS, Martin F, et al. Identification and cloning of a megakaryocyte growth and development factor that is a ligand for the cytokine receptor Mpl. Cell 1994 Jul 1; 77 (7): 1117-24.         [ Links ]

67. de Sauvage FJ, Hass PE, Spencer SD, Malloy BE, Gurney AL, Spencer SA, et al. Stimulation of megakaryocytopoiesis and thrombopoiesis by the c-Mpl ligand. Nature 1994 Jun 16; 369 (6481): 533-8.         [ Links ]

68. Lok S, Kaushansky K, Holly RD, Kuijper JL, Lofton-Day CE, Oort PJ, et al. Cloning and expression of murine thrombopoietin cDNA and stimulation of platelet production in vivo. Nature 1994 Jun 16; 369 (6481): 565-8.         [ Links ]

69. Wendling F, Varlet P, Charon M, Tambourin P. MPLV: a retrovirus complex inducing an acute myeloproliferative leukemic disorder in adult mice. Virology 1986 Mar; 149 (2): 242-6.         [ Links ]

70. Souyri M, Vigon I, Penciolelli JF, Heard JM, Tambourin P, Wendling F. A putative truncated cytokine receptor gene transduced by the myeloproliferative leukemia virus immortalizes hematopoietic progenitors. Cell 1990 Dec 21; 63 (6): 1137-47.         [ Links ]

71. Vigon I, Mornon JP, Cocault L, Mitjavila MT, Tambourin P, Gisselbrecht S, et al. Molecular cloning and characterization of MPL, the human homolog of the v-mpl oncogene: identification of a member of the hematopoietic growth factor receptor superfamily. Proc Natl Acad Sci U S A 1992 Jun 15; 89 (12): 5640-4.         [ Links ]

72. Kaushansky K, Drachman JG. The molecular and cellular biology of thrombopoietin: the primary regulator of platelet production. Oncogene 2002 May 13; 21 (21): 3359-67.         [ Links ]

73. Sungaran R, Markovic B, Chong BH. Localization and regulation of thrombopoietin mRNa expression in human kidney, liver, bone marrow, and spleen using in situ hybridization. Blood 1997 Jan 1; 89 (1): 101-7.         [ Links ]

74. Kato T, Matsumoto A, Ogami K, Tahara T, Morita H, Miyazaki H. Native thrombopoietin: structure and function. Stem Cells 1998; 16 (5): 322-8.         [ Links ]

75. Hoffman RC, Andersen H, Walker K, Krakover JD, Patel S, Stamm MR, et al. Peptide, disulfide, and glycosylation mapping of recombinant human thrombopoietin from ser1 to Arg246. Biochemistry 1996 Nov 26; 35 (47): 14849-61.         [ Links ]

76. Dahlen DD, Broudy VC, Drachman JG. Internalization of the thrombopoietin receptor is regulated by 2 cytoplasmic motifs. Blood 2003 Jul 1; 102 (1): 102-8.         [ Links ]

77. Emmons RV, Reid DM, Cohen RL, Meng G, Young NS, Dunbar CE, et al. Human thrombopoietin levels are high when thrombocytopenia is due to megakaryocyte deficiency and low when due to increased platelet destruction. Blood 1996 May 15; 87 (10): 4068-71.         [ Links ]

78. Kaushansky K. The molecular mechanisms that control thrombopoiesis. J Clin Invest 2005 Dec; 115 (12): 3339-47.         [ Links ]

79. Ng AP, Kauppi M, Metcalf D, Hyland CD, Josefsson EC, Lebois M, et al. Mpl expression on megakaryocytes and platelets is dispensable for thrombopoiesis but essential to prevent myeloproliferation. Proc Natl Acad Sci U S A 2014 Apr 22; 111 (16): 5884-9.         [ Links ]

80. Kaushansky K, Lok S, Holly RD, Broudy VC, Lin N, Bailey MC, et al. Promotion of megakaryocyte progenitor expansion and differentiation by the c-Mpl ligand thrombopoietin. Nature 1994 Jun 16; 369 (6481): 568-71.         [ Links ]

81. Rasko JE, O’Flaherty E, Begley CG. Mpl ligand (MGDF) alone and in combination with stem cell factor (SCF) promotes proliferation and survival of human megakaryocyte, erythroid and granulocyte/macrophage progenitors. Stem Cells 1997; 15 (1): 33-42.

82. Debili N, Wendling F, Katz A, Guichard J, Breton-Gorius J, Hunt P, et al. The Mpl-ligand or thrombopoietin or megakaryocyte growth and differentiative factor has both direct proliferative and differentiative activities on human megakaryocyte progenitors. Blood 1995 Oct 1; 86 (7): 2516-25.         [ Links ]

83. Murone M, Carpenter DA, de Sauvage FJ. Hematopoietic deficiencies in c-mpl and TPO knockout mice. Stem Cells 1998; 16 (1): 1-6.         [ Links ]

84. Carver-Moore K, Broxmeyer HE, Luoh SM, Cooper S, Peng J, Burstein SA, et al. Low levels of erythroid and myeloid progenitors in thrombopoietin-and c-mpl-deficient mice. Blood 1996 Aug 1; 88 (3): 803-8.         [ Links ]

85. Tamura H, Ogata K, Luo S, Nakamura K, Yokose N, Dan K, et al. Plasma thrombopoietin (TPO) levels and expression of TPO receptor on platelets in patients with myelodysplastic syndromes. Br J Haematol 1998 Dec; 103 (3): 778-84.         [ Links ]

86. Drachman JG, Miyakawa Y, Luthi JN, Dahlen DD, Raney A, Geddis AE, et al. Studies with chimeric Mpl/JAK2 receptors indicate that both JAK2 and the membraneproximal domain of Mpl are required for cellular proliferation. J Biol Chem 2002 Jun 28; 277 (26): 23544-53.         [ Links ]

87. Drachman JG, Millett KM, Kaushansky K. Thrombopoietin signal transduction requires functional JAK2, not TYK2. J Biol Chem 1999 May 7; 274 (19): 13480-4.         [ Links ]

88. Miyakawa Y, Rojnuckarin P, Habib T, Kaushansky K. Thrombopoietin induces phosphoinositol 3-kinase activation through SHP2, Gab, and insulin receptor substrate proteins in BAF3 cells and primary murine megakaryocytes. J Biol Chem 2001 Jan 26; 276 (4): 2494-502.         [ Links ]

89. Geddis AE, Fox NE, Kaushansky K. Phosphatidylinositol 3-kinase is necessary but not sufficient for thrombopoietin- induced proliferation in engineered Mpl-bearing cell lines as well as in primary megakaryocytic progenitors. J Biol Chem 2001 Sep 14; 276 (37): 34473-9.         [ Links ]

90. Rojnuckarin P, Drachman JG, Kaushansky K. Thrombopoietin- induced activation of the mitogen-activated protein kinase (MAPK) pathway in normal megakaryocytes: role in endomitosis. Blood 1999 Aug 15; 94 (4): 1273-82.         [ Links ]

91. Yoshida M, Tsuji K, Ebihara Y, Muraoka K, Tanaka R, Miyazaki H, et al. Thrombopoietin alone stimulates the early proliferation and survival of human erythroid, myeloid and multipotential progenitors in serum-free culture. Br J Haematol 1997 Aug; 98 (2): 254-64.         [ Links ]

92. Jacobsen SE, Borge OJ, Ramsfjell V, Cui L, Cardier JE, Veiby OP, et al. Thrombopoietin, a direct stimulator of viability and multilineage growth of primitive bone marrow progenitor cells. Stem Cells 1996; 14 Suppl 1: 173-80.         [ Links ]

93. Mitchell WB, Bussel JB. Thrombopoietin receptor agonists: a critical review. Semin Hematol 2015 Jan; 52 (1): 46-52.         [ Links ]

94. Balduini CL, Pecci A, Savoia A. Recent advances in the understanding and management of MYH9-related inherited thrombocytopenias. Br J Haematol 2011 Jul; 154 (2): 161-74.         [ Links ]

95. Favier R, Feriel J, Favier M, Denoyelle F, Martignetti JA. First successful use of eltrombopag before surgery in a child with MYH9-related thrombocytopenia. Pediatrics 2013 Sep; 132 (3): e793-5.         [ Links ]

96. Marshall AL, Goodarzi K, Kuter DJ. Romiplostim in the management of the thrombocytopenic surgical patient. Transfusion 2015 Oct; 55 (10): 2505-10.         [ Links ]

97. Bussel JB, Kuter DJ, Aledort LM, Kessler CM, Cuker A, Pendergrass KB, et al. A randomized trial of avatrombopag, an investigational thrombopoietin-receptor agonist, in persistent and chronic immune thrombocytopenia. Blood 2014 Jun 19; 123 (25): 3887-94.         [ Links ]

Recibido: 29 de abril de 2016.
Aceptado: 16 de mayo de 2016.