SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.37 número1Análisis clínico-epidemiológico de la portación intestinal de enterococos resistentes a vancomicina en una unidad de terapia intensivaPrimer aislamiento de Histoplasma capsulatum de murciélago urbano Eumops bonariensis índice de autoresíndice de materiabúsqueda de artículos
Home Pagelista alfabética de revistas  

Servicios Personalizados

Revista

Articulo

Indicadores

  • No hay articulos citadosCitado por SciELO

Links relacionados

Compartir


Revista argentina de microbiología

versión impresa ISSN 0325-7541versión On-line ISSN 1851-7617

Rev. argent. microbiol. v.37 n.1 Ciudad Autónoma de Buenos Aires ene./mar. 2005

 

Actividad "in vitro" de diferentes antibacterianos sobre bacilos gram-negativos no fermentadores, excluidos Pseudomonas aeruginosa y Acinetobacter spp.

C.A. Vay*, M.N. Almuzara, C.H. Rodríguez, M.L. Pugliese, F. Lorenzo Barba, J.C. Mattera, A.M.R. Famiglietti

Laboratorio de Bacteriología. Departamento de Bioquímica Clínica. Facultad de Farmacia y Bioquímica. Hospital de Clínicas José de San Martín. Universidad de Buenos Aires, Avenida Córdoba 2351. CP 1120 Ciudad Autónoma de Buenos Aires. Argentina
*Correspondencia. E-mail: cavay@ffyb.uba.ar

RESUMEN
Los bacilos gram-negativos no fermentadores se encuentran ampliamente distribuidos en el medio ambiente. Además de causar dificultades en la identificación, a menudo presentan una marcada multirresistencia a los antimicrobianos incluyendo aquellos activos frente a Pseudomonas aeruginosa. El objetivo de este trabajo fue evaluar la actividad "in vitro" de diferentes antimicrobianos sobre 177 aislamientos de bacilos gram-negativos no fermentadores (excluidos Pseudomonas aeruginosa y Acinetobacter spp.) provenientes de especimenes clínicos. Las concentraciones inhibitorias mínimas (CIM) se determinaron por el método de dilución en agar Mueller Hinton frente a los siguientes antibacterianos: ampicilina, piperacilina, piperacilina-tazobactama, sulbactama, cefoperazona, cefoperazona-sulbactama, ceftazidima, cefepima, aztreonam, imipenem, meropenem, colistina, gentamicina, amicacina, trimetoprima-sulfametoxazol (TMS), cloranfenicol, eritromicina, rifampicina, norfloxacina, ciprofloxacina y minociclina. Sobre siete aislamientos: Sphingobacterium multivorum (2), Sphingobacterium spiritivorum (1), Empedobacter brevis (1), Weeksella virosa (1), Bergeyella zoohelcum (1) y Oligella urethralis (1) se ensayó la sensibilidad a amoxicilina-ácido clavulánico y ampicilina-sulbactama y no se determinó la actividad de cefoperazona ni de sulbactama. La multirresistencia fue comúnmente observada en los aislamientos de Stenotrophomonas maltophilia, Burkholderia cepacia, Chryseobacterium spp., Myroides spp., Achromobacter xylosoxidans y Ochrobactrum anthropi. En cambio, Pseudomonas stutzeri, Shewanella putrefaciens-algae, Sphingomonas paucimobilis, Pseudomonas oryzihabitans, Bergeyella zoohelcum, Weeksella virosa y Oligella urethralis, fueron ampliamente sensibles a los antibacterianos ensayados. Debido a la gran variabilidad observada en la sensibilidad a los antimicrobianos en las distintas especies, se hace imprescindible realizar la prueba de sensibilidad a los antibacterianos a fin de abordar la elección correcta del mismo. Debido a la marcada multirresistencia de algunas especies, surge la necesidad del desarrollo de nuevos agentes antimicrobianos que posean actividad sobre este grupo de bacterias, así como tambien la búsqueda de combinaciones sinérgicas.
Palabras clave: bacilos gram-negativos no fermentadores. Sensibilidad antibacteriana.

SUMMARY
‘In vitro' activity of different antimicrobial agents on gram-negative nonfermentative bacilli, excluding Pseudomonas aeruginosa and Acinetobacter spp. Gram-negative nonfermentative bacilli (NFB) are widely spread in the environment. Besides of difficulties for identification, they often have a marked multiresistance to antimicrobial agents, including those active against Pseudomonas aeruginosa. The objective of this study was to evaluate the ‘in vitro' activity of different antimicrobial agents on 177 gram-negative nonfermentative bacilli isolates (excluding Pseudomonas aeruginosa and Acinetobacter spp.) isolated from clinical specimens. Minimum inhibitory concentrations (MIC) were determined according to the Mueller Hinton agar dilution method against the following antibacterial agents: ampicillin, piperacillin, piperacillin-tazobactam, sulbactam, cefoperazone, cefoperazone-sulbactam, ceftazidime, cefepime, aztreonam, imipenem, meropenem, colistin, gentamicin, amikacin, trimethoprim-sulfamethoxazole, chloramphenicol, erythromycin, rifampin, norfloxacin, ciprofloxacin and minocycline. Seven isolates: Sphingobacterium multivorum (2 ), Sphingobacterium spiritivorum (1), Empedobacter brevis (1), Weeksella virosa (1), Bergeyella zoohelcum (1) and Oligella urethralis (1), were tested for amoxicillin-clavulanic acid and ampicillin-sulbactam susceptibility, and susceptibility to cefoperazone or sulbactam was not determined. Multiresistance was generally found in Stenotrophomonas maltophilia, Burkholderia cepacia, Chryseobacterium spp., Myroides spp., Achromobacter xylosoxidans, and Ochrobactrum anthropi isolates. On the other hand, Pseudomonas stutzeri, Shewanella putrefaciens-algae, Sphingomonas paucimobilis, and Pseudomonas oryzihabitans, Bergeyella zoohelcum, Weeksella virosa and Oligella urethralis were widely susceptible to the antibacterial agents tested. As a result of the wide variation in antimicrobial susceptibility shown by different species, a test on susceptibility to different antibacterial agents is essential in order to select an adequate therapy. The marked multiresistance evidenced by some species, prompts the need to develop new antimicrobial agents active against this group of bacteria and to search for synergistic combinations.
Key words: gram-negative nonfermentative bacilli. Antibacterial susceptibility.

INTRODUCCIÓN
Los bacilos gram-negativos no fermentadores se encuentran ampliamente distribuidos en el medio ambiente. Son capaces de sobrevivir en el ambiente hospitalario: infusiones, agua destilada, soluciones salinas, tubuladuras, superficies húmedas, floreros, humidificadores, incubadoras, nebulizadores, catéteres y aún en soluciones desinfectantes. La capacidad psicrófila de algunas especies los ha involucrado como contaminantes de la sangre de banco y hemoderivados (58).
Desde el comienzo de la década del 60 otros bacilos gram-negativos no fermentadores además de los hasta entonces reconocidos (P. aeruginosa, Burkholderia mallei y Burkholderia pseudomallei), fueron asociados a infecciones oportunistas, en general de adquisición nosocomial o en huéspedes inmunocomprometidos (15, 23, 42, 55). No obstante, hoy, el papel patógeno de algunas especies no ha sido todavía aclarado.
Además de causar dificultades en la identificación, a menudo presentan una marcada multirresistencia a los antimicrobianos, incluyendo aquellos activos frente a P. aeruginosa (3, 17, 23).
Debido a las variaciones dentro y entre las especies en la sensibiidad a los antibacterianos, se hace imprescindible determinar la actividad "in vitro" a fin de abordar una antibióticoterapia adecuada.
El objetivo de este trabajo fue evaluar la actividad "in vitro" de diferentes antibióticos frente a bacilos gram-negativos no fermentadores (excluidos P. aeruginosa y Acinetobacter spp.), aislados de especímenes clínicos provenientes de pacientes atendidos en el Hospital de Clínicas José de San Martín.

MATERIALES Y MÉTODOS
Se estudiaron un total de 177 cepas de diferentes géneros y/o especies de bacilos gram-negativos no fermentadores (excluidos P. aeruginosa y Acinetobacter spp.) aisladas de especímenes clínicos durante el período 1994-2002 en el Hospital de Clínicas José de San Martín.
Todas las cepas fueron conservadas en leche descremada al 10% a- 70 ºC hasta el momento de su estudio y se identificaron de acuerdo a métodos convencionales (24, 56).
La sensibilidad a los antibacterianos se determinó por dilución en agar Mueller Hinton (Laboratorios Britania Argentina) con un multi-inoculador de tipo Steer, siguiendo las recomendaciones del NCCLS (40). Cada placa fue inoculada con 104 UFC/ "spot.", e incubada a 35 ºC durante 24 hs. en atmósfera ambiente. Escherichia coli ATCC 25922, E.coli ATCC 35218, P. aeruginosa ATCC 27853, Staphylococcus aureus ATCC 29213 y Enterococcus faecalis ATCC 29212, fueron utilizadas como cepas controles.
Se tomaron como puntos de corte de sensibilidad aquellos recomendados por el NCCLS para bacilos gram-negativos diferentes de Enterobacteriaceae: ampicilina, ceftazidima, cefepima, aztreonam y cloranfenicol ≤ 8 µg/ml; imipenem, meropenem, gentamicina, minociclina y norfloxacina ≤ 4 µg/ml; amicacina, piperacilina y cefoperazona ≤ 16 µg/ml; ciprofloxacina ≤ 1 µg/ml; trimetoprima-sulfametoxazol ≤ 2/38 µg/ml; piperacilina-tazobactama ≤ 16/2 µg/ml (41). Para colistina, rifampicina y sulbactama se tomaron como puntos de corte de sensibilidad aquellos recomendados por el Comité del Antibiograma de la Sociedad Francesa de Microbiología para Acinetobacter spp., Steno-trophomonas maltophilia y Burkholderia cepacia (52). De acuerdo a este documento se consideraron sensibles a colistina aquellas cepas cuya CIM fue ≤ a 2 µg/ml, CIM ≤ 4 µg/ml para rifampicina y CIM ≤ 8 µg/ml para sulbactama.
Para eritromicina se tomó como punto de corte de sensibilidad una CIM ≤ 1 µg/ml, también de acuerdo a las normas de la Sociedad Francesa de Microbiología para microorganismos no exigentes (52). Para ampicilina-sulbactama se tomó como punto de corte el recomendado por el NCCLS para Enterobacteriaceae ( sensible: ≤ 8/4 µg/ml; resistente: ≥ 32/16 µg/ml ) (41).
Debido a que no se han consignado aún los puntos de corte de cefoperazona-sulbactama y que la concentración utilizada de sulbactama fue la mitad de la de cefoperazona, se tomó como punto de corte de sensibilidad una CIM ≤ 16/8 µg/ml sobre la base del punto de corte de cefoperazona para bacilos gram-negativos distintos de Enterobacteriaceae (41).
Sobre siete aislamientos: Sphingobacterium multivorum (2), Sphingobacterium spiritivorum (1), Empedobacter brevis (1), Weeksella virosa (1), Bergeyella zoohelcum (1) y Oligella urethralis (1), se ensayó la sensibilidad a amoxicilina-ácido clavulánico y ampicilina-sulbactama y no se determinó la sensibilidad ni a cefoperazona ni a sulbactama.
Se determinó la producción de β-lactamasa en la cepa de Oligella urethralis por el método de la cefalosporina cromogénica (Nitrocefin, BBL). Como control positivo se usó una cepa de Moraxella catarrhalis de nuestra propia colección y como control negativo S. aureus ATCC 25923.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los valores de CIM50, CIM90 e intervalos de CIM para los diferentes antimicrobianos ensayados se muestran en las Tablas 1 a 6.

Tabla 1

Tabla 2-a

Tabla 2-b

Tabla 2-c

Tabla 3

Tabla 4

Tabla 5

Tabla 6

La multirresistencia fue comúnmente observada en los aislamientos de Stenotrophomonas maltophilia, Burkholderia cepacia, Chryseobacterium spp., Myroides spp., A. xylosoxidans y Ochrobactrum anthropi. En cambio Pseudomonas stutzeri, Shewanella putrefaciens-algae, Sphingomonas paucimobilis-parapaucimobilis, Pseudomonas oryzihabitans, Oligella urethralis, Weeksella virosa y Bergeyella zoohelcum, fueron ampliamente sensibles a los antibacterianos ensayados.
S. maltophilia exhibió un patrón de sensibilidad típico de este organismo; TMS, ciprofloxacina y minociclina fueron los antibacterianos más activos. Similares perfiles fueron descriptos en la literatura (3, 15, 17, 33, 37, 42, 53), pero algunas comunicaciones alertan sobre un alto porcentaje de cepas de S. maltophilia resistentes a ciprofloxacina (18, 51, 54, 59).
Valdezate et al. en un estudio sobre 109 cepas de S. maltophilia demostraron que las quinolonas de última generación, entre ellas moxifloxacina, sparfloxacina y trovafloxacina, fueron mucho mas activas que ciprofloxacina (53).
Como observaron otros autores, en nuestro estudio los antibióticos β-lactámicos fueron poco activos. Frente a los carbapenemes (imipenem y meropenem), la casi totalidad de los aislamientos mostraron alto nivel de resistencia. Ha quedado demostrado que la resistencia a estos antimicrobianos es debida a la presencia de una carbapenemasa de clase B, denominada L1, una metaloenzima Zn-dependiente. Esta enzima hidroliza eficientemente a los carbapenemes, pero no afecta a ticarcilina ni a aztreonam y no es inhibida por el ácido clavulánico (48). Otra enzima, L2, exhibe actividad de cefalosporinasa e hidroliza a las cefalosporinas y al aztreonam y es inhibida por el ácido clavulánico. L2 es inactivada con mayor facilidad por el ácido clavulánico que por la tazobactama y la sulbactama (47) lo que explica la mayor actividad que posee la combinación ticarcilina-ácido clavulánico y la pobre actividad de las combinaciones piperacilina-tazobactama y cefopera-zona-sulbactama, las que no mostraron ventajas con respecto al β-lactámico sólo, en este estudio.
La mayoría de las cepas fueron resistentes a las cefalosporinas de espectro extendido, hecho que se relaciona con la actividad de cefalosporinasa de la enzima L2. Ceftazidima y cefepima mostraron razonable actividad en unas pocas cepas de S. maltophilia. Sin embargo no existen estudios clínicos que avalen la utilidad de estas cefalosporinas en el tratamiento de las infecciones por S. maltophilia mas aún cuando se conoce que, salvo excepciones, este microorganismo posee β-lac-tamasas cromosómicas que hidrolizan a estos antibióticos. El único β-lactámico activo sobre S. maltophilia es la asociación ticarcilina-ácido clavulánico, como ha sido demostrado por Lesco-Bornet et al. (33).
Trimetoprima-sulfametoxazol fue uno de los antibacterianos mas activos. Aún cuando el porcentaje de cepas resistentes fue bajo, su actividad bacteriostática limita su utilidad en pacientes con infecciones severas o inmunocomprometidos (59).
Trimetoprima-sulfametoxazol fue también el antibiótico mas activo sobre B. cepacia. La resistencia observada en este estudio en una de las cepas, fue hallada también por otros autores (17, 18, 37, 51). Piperacilina fue el antibiótico β-lactámico mas activo, mientras que ceftazidima y cefepima mostraron CIMs cercanas al punto de corte. Igual que lo informado por otros autores, fue común la resistencia a los carbapenemes (14, 18, 51). Sin embargo Lewis et al. encontraron CIMs de meropenem desde 1 a 16 µg/µl y de 0,063 a 16 µg/ml en pacientes con y sin enfermedad fibroquística, concluyendo que la mayoría de sus aislamientos fueron sensibles a este β-lactámico (35). Las cepas estudiadas mostraron también CIMs de meropenem más bajas que las de imipenem. En cepas de B. cepacia se ha encontrado una carbapenemasa, mucho más efectiva sobre imipenem que sobre meropenem (4).
Las quinolonas mostraron actividad variable sobre B. cepacia en este estudio al igual que en el de otros autores (2, 10, 14). Todas las cepas fueron resistentes a la colistina y la mayoría a los aminoglucósidos como ha sido descripto (17, 23).
Ralstonia picketti mostró un perfil de sensibilidad similar al de B. cepacia, resultados coincidentes con los informados por Fass et al. (18).
Alcaligenes faecalis fue más sensible que Achromobacter (Alcaligenes) xylosoxidans. Meropenem e imipenem fueron los antibacterianos más activos. Cabe destacar que las CIMs de meropenem fueron más bajas que las de imipenem, observación también hallada por Edwards (14). Moderada actividad mostraron ceftazidima, cefoperazona, minociclina, piperacilina y colistina. Cefoperazona mostró CIMs una o dos diluciones más bajas que ceftazidima y esta última fue a su vez, más activa que cefepima. Trimetoprima-sulfametoxazol no fue activo sobre A. faecalis. Porcentajes significativos de cepas resistentes a cotrimoxazol fueron también descriptos (17, 18). Ciprofloxacina, norfloxacina, aztreonam, gentamicina y amicacina no resultaron activos sobre la mayoría de las cepas de esta especie.
Piperacilina, meropenem, imipenem y cefoperazona fueron los antibióticos más activos sobre A. xylosoxidans. Ceftazidima fue más activa que cefepima, pero ambas mostraron menor actividad que cefoperazona. No obstante, tal como ha sido notado por otros investigadores (14), los carbapenemes fueron menos activos sobre esta especie que sobre A. faecalis. Los mecanismos de resistencia a los antibióticos β-lactámicos en esta especie, han sido relacionados con la producción de β-lactamasas; incluyendo tres diferentes tipos de cefalosporinasas constitutivas y al menos un tipo de penicilinasa (21, 34). Fujii et al. hallaron que esta última fue inhibida por ácido clavulánico y sulbactama (21). Sobre este aspecto Rolston, encontró que sus 14 aislamientos de A. xylosoxidans fueron inhibidos por sulbactama, pero no por ácido clavulánico (46). En contraposición a estas observaciones, en nuestras cepas, la actividad de cefoperazona/sulbactama fue la misma que la de cefoperazona sola, con excepción de una cepa donde sulbactama fue la responsable de la caída de la CIM de cefoperazona. En 1995 Decré et al. hallaron en 11 aislamientos de A. xylosoxidans una β-lactamasa de tipo Pse-1 que determinó la resistencia a ticarcilina, piperacilina y cefopera-zona y fue inhibida por el ácido clavulánico. Más tarde, Senda fue el primero en describir dos cepas de A. xylosoxidans productoras de una carbapenemasa de clase C la que confería un alto nivel de resistencia a la ceftazidima y a la cefoperazona y un bajo nivel de resistencia a los carbapenemes (CIM = 8 µg/ml) y que prácticamente no presentaba actividad sobre la piperacilina (CIM =1 µg/ml) (50). Este fenotipo no fue observado en las cepas del presente estudio.
Nuestros datos de sensibilidad "in vitro" mostraron que trimetoprima-sulfametoxazol fue activo sobre un poco más de la mitad de las cepas estudiadas. Diferentes porcentajes de cepas resistentes a este quimioterápico fueron descriptos en numerosas publicaciones (17, 18, 25, 51). Minociclina mostró moderada actividad y la mayoría de las cepas presentaron valores de CIM cercanos al límite de sensibilidad. Datos semejantes obtuvieron Fass y Barnishan sobre 29 cepas de A. xylosoxidans (CIM50: 4 µg/ml) (17). Ciprofloxacina exhibió un comportamiento bimodal tal como fue descripto por Rolston (46). La mitad de los aislamientos fueron inhibidos por 1-2 µg/ml, mientras que el resto por concentraciones de 8->128 µg/ml. Estos resultados fueron similares a los de otros autores (18, 25, 32, 46, 51). Como han informado otros investigadores, los aminoglucósidos fueron inactivos sobre A. xylosoxidans (17, 25, 28, 32, 39).
La resistencia a múltiples antimicrobianos es bien conocida en los géneros Chryseobacterium y Myroides (3, 20, 27, 29, 43, 51, 57) incluyendo trimetoprima-sulfametoxazol y β-lactámicos (penicilinas, cefalosporinas y carbapenemes).
Chryseobacterium gleum-indologenes fue la "especie" del género menos resistente. Piperacilina, piperacilina-tazobactama, cefalosporinas de 3º y 4º generación, cotrimoxazol, rifampicina, ciprofloxacina y minociclina resultaron activos. Cefepima fue más activa que ceftazidima, atribuible a una cefalosporinasa de clase A (CGA-1), de espectro extendido, inhibible por ácido clavulánico con mayor afinidad por cefotaxima y ceftazidima que por cefepima (7). En el presente estudio también se observó que la sulbactama y la tazobactama mejoraron la actividad de la cefoperazona y piperacilina, respectivamente.
No todas las cepas de este grupo fueron resistentes a los carbapenemes. De hecho, más de la mitad presentaron una CIM ≤ 2 µg/ml. En C. indologenes y en C. gleum han sido descriptas diferentes carbapenemasas, todas ellas metaloenzimas de clase B, no inhibidas por el ácido clavulánico (6, 8). En el primero se hallaron 4 tipos de carbapenemasas (IND 1-4): las cepas portadoras de las tres primeras presentan valores de CIM de carbapenemes de 32-64 µg/ml y las de la restante valores de CIM de 4 y 16 µg/ml para imipenem y meropenem, respectivamente (8). En C. gleum una carbapenemasa denominada CGB-1 confiere niveles de CIM de imipenem de 2 mg/ml y meropenem de 8 µg/ml (6). El rango de CIM hallado en el presente estudio (0,5-32 µg/ml para imipenem y 2-8 µg/ml para meropenem) muestra la posibilidad de la existencia de cualesquiera de estas carbapenemasas. Bellais et al. también han demostrado que tanto las carbapenemasas como la cefalospo-rinasa de C. gleum-indologenes no afectan a piperacilina lo que explicaría la actividad de este antibiótico sobre nuestros aislamientos.
Imipenem, meropenem, piperacilina y rifampicina mostraron moderada actividad sobre Myroides spp., mientras que minociclina fue el antibiótico más activo (CIM ≤ 0,5 µg/ml). El resto de los antimicrobianos no mostró actividad en este género.
Las CIMs de meropenem e imipenem fueron de 1-4 µg/ml. Estos resultados concuerdan con los descriptos por Mammeri et al., quienes además demostraron la presencia de carbapenemasas de clase B (TUS-1 y MUS-1) con niveles de resistencia bajos o moderados para los carbapenemes (38). Aún no se han descripto los mecanismos que expliquen la resistencia a las cefalosporinas de última generación.
Dos tipos de β-lactamasas fueron descriptos en C. meningosepticum: una cefalosporinasa de clase A (CM-2) de espectro extendido y dos carbapenemasas (5, 9, 22). La cefalosporinasa es inhibida por ácido clavulánico, sulbactama, tazobactama, imipenem y cefamicinas y está asociada con la resistencia a ceftazidima y aztreonam. No afecta a piperacilina y cefepima. Las carbapenemasas (BlaB-1 y GOB-1) confieren bajo nivel de resistencia a los carbapenemes e hidrolizan eficientemente a cefepima. La combinación de estos mecanismos explica porque C. meningosepticum es resistente a todas las cefalosporinas. El alto nivel de resistencia a los carbapenemes observado en las dos cepas estudiadas podría deberse a la suma de la actividad de las carbapenemasas y la impermeabilidad de la membrana externa (5).
Rifampicina y minociclina fueron los únicos antibacterianos que mostraron muy buena actividad en las dos cepas estudiadas de C. meningosepticum. Aunque la literatura menciona además a las fluorquinolonas junto con la rifampicina y la minociclina como los antibacterianos más activos sobre C. meningosepticum (20), otros estudios muestran la emergencia de cepas resistentes (51).
Trimetoprima-sulfametoxazol y ciprofloxacina fueron los antibióticos más activos sobre las cepas de Sphingobacterium multivorum y spiritivorum estudiadas. Resultados similares obtuvieron Spangler et al., los que además demostraron que las nuevas fluorquinolonas - sparfloxacina y levofloxacina- fueron más activas que ciprofloxacina (51). La resistencia a imipenem observada en este estudio fue también informada por Spangler (51). Las tres cepas no mostraron resistencia cruzada con meropenem ni con cefepima. Aunque no se informó la actividad de imipenem, Higgins encontró que las tres cepas de S. spiritivorum estudiadas tuvieron una CIM de meropenem de 0,064 µg/ml (27). El mecanismo de resistencia de estas dos especies aún no ha sido dilucidado.
Bergeyella zoohelcum y Weeksella virosa fueron muy sensibles a los antimicrobianos, incluyendo los β-lactámicos, en contraposición a lo observado en otros géneros de la familia Flavobacteriaceae. Estos resultados también fueron comunicados por otros investigadores (18, 26). La única resistencia hallada correspondió a los antibióticos aminoglucósidos en ambas especies (18, 49).
Los perfiles de sensibilidad de P. fluorescens - P. putida fueron similares a los comunicados previamente (2, 3, 51) Ambas especies son habitualmente sensibles a carbapenemes y cefalosporinas de espectro extendido y monobactamas. Imipenem mostró CIMs 1 ó 2 diluciones más bajas que meropenem en P. putida. Dos cepas: una de P. putida y otra de P. fluorescens, mostraron moderada resistencia a ambos carbapenemes (CIM = 8-16 µg/ml); situación contemplada también por varios investigadores (14, 18, 31, 51). Han sido descriptos recientemente aislamientos de P. putida productores de metalo β-lactamasas (IMI-1, VIM-1, IMP-12) (13, 36, 50).
Pocas comunicaciones han informado acerca de la sensibilidad a los antibacterianos de O. anthropi, un patógeno oportunista nosocomial emergente. Todas ellas coinciden en la multirresistencia (12, 27, 44). Trimetoprima-sulfametoxazol, imipenem, meropenem, ciprofloxacina y minociclina fueron los antibióticos más activos sobre nuestras cepas, tal como otros autores han comunicado (12, 16, 27, 44).
S. putrefaciens-algae y P. stutzeri fueron las especies uniformemente sensibles, tal como se describió en otras publicaciones (11, 15, 17, 18, 23, 30, 51).
Con respecto a S. paucimobilis-parapaucimobilis esta "especie" presenta la particularidad de ser resistente a piperacilina y cefoperazona y sensible a ampicilina (17, 45), como así lo demuestran nuestros resultados. La diferente actividad de cefoperazona y piperacilina con respecto a ampicilina podría estar relacionada con la presencia de un grupo piperacilo en la molécula de las dos primeras y la ausencia del mismo en las aminopenicilinas. La sensibilidad a los aminoglucósidos parece ser un marcador de gran utilidad para diferenciar este microorganismo de las especies de Sphingobacterium con las que comparte numerosas similitudes fenotípicas.
La actividad antibiótica de la sulbactama ha sido bien demostrada en Acinetobacter spp. Llama la atención la actividad "per se" que fue observada en los aislamientos de S. paucimobilis-parapaucimobilis y en la única cepa de Brevundimonas vesicularis incluida en este estudio. Ningún otro bacilo gram-negativo no fermentador mostró en este trabajo sensibilidad a la sulbactama.
Estos resultados demuestran que muchas de las especies de bacilos gram-negativos no fermentadores son multirresistentes, incluyendo los antibióticos β- lactámicos y las fluorquinolonas. Trimetoprima-sulfametoxazol parecería una excelente opción terapéutica para las infecciones ocasionadas por S. maltophilia. No obstante, aún cuando el porcentaje de cepas resistentes es bajo, su actividad bacteriostática limita su utilidad en pacientes con infecciones severas o inmunocomprometidos (59).
Minociclina fue el antibacteriano que mostró muy buena actividad sobre todas las especies estudiadas, excepto sobre Alcaligenes, Achromobacter y B. cepacia. Cabe destacar la ventaja de su administración por vía oral, pero la desventaja de su actividad bacteriostática. Estos hallazgos abren el camino para investigar la actividad de las nuevas glicilglicinas, derivadas de minociciclina, pero bactericidas y de uso parenteral.
Debido a la gran variabilidad observada en la sensibilidad de las diferentes especies, es imprescindible realizar la prueba de sensibilidad a los antibacterianos para abordar la elección correcta del mismo cuando estos organismos son responsables de enfermedades infecciosas.
De la marcada multirresistencia de algunas especies en particular, surge la necesidad del desarrollo de nuevos agentes antimicrobianos que posean actividad sobre este grupo de bacilos gram-negativos, o bien ensayar combinaciones que demuestren sinergia antibacteriana.

Agradecimientos: este trabajo fue subsidiado con fondos del Proyecto UBACYT B066 y B080.

BIBLIOGRAFÍA
1. Akova M, Bonfiglio G, Livermore (1991) Susceptibility to ß-lactam antibiotics of mutan strains of Xanthomonas maltophilia with high and lower-level constitutively-expressed class I β-lactamases. J. Antimicrob. Chemother. 25: 199-208.         [ Links ]
2. Appelbaum P, Spangler S, Sollenberger L (1986) Susceptibility of non-fermentative gram-negative bacteria to ciprofloxacin, norfloxacin, aminofloxacin, pefloxacin and cefpirome. J. Antimicrob. Chemother. 18: 675-679.         [ Links ]
3. Appelbaum P, Tamin J, Stavitz R, Aber C, Pankuch A (1982) Sensitivity of 341 non-fermentative gram-negative bacteria to seven β-lactam antibiotics. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 1:159-165.         [ Links ]
4. Baxter I, Lambert P (1994) Isolation and parcial purification of a carbapenem-hydrolisis metallo β-lactamase from Pseudomonas cepacia. FEMS Microbiol Lett. 122: 251-256.         [ Links ]
5. Bellais S, Aubert D, Naas T, Nordmann P (2000) Molecular and biochemical heterogeneity of class B carbapenem-hydrolyzing β-lactamase in Chryseobacterium meningosepticum. Antimicrob. Agents Chemother. 44:1878-1886.         [ Links ]
6. Bellais S, Naas T, Nordmann P (2002) Genetic and biochemical characterization of CGB-1, an Ambler class B carbapenem-hydrolyzing β-lactamase from Chryseobacterium gleum. Antimicrob. Agents Chemother. 46: 2791-2796.         [ Links ]
7. Bellais S, Naas T, Nordmann P (2002) Molecular and biochemical characterization of Ambler class A extended-spectrum β-lactamase CGA-1 from Chryseobacterium gleum. Antimicrob. Agents Chemother. 46: 966-970.         [ Links ]
8. Bellais S, Poirel L, Leotard S, Naas T, Nordmann P (2000) Genetic diversity of carbapenem-hydrolyzing metallo- β-lactamases from Chryseobacterium (Flavobacterium) indologenes. Antimicrob. Agents Chemother. 44: 3028-3034.         [ Links ]
9. Bellais S, Poirel L, Naas T, Girlich D, Nordman P (2000) Genetic-biochemical analysis and distribution of Ambler class A β-lactamase CME-2, responsible for extended-spectrum cephalosporin resistance in Chryseobacterium (Flavobacterium) meningosepticum. Antimicrob. Agents Chemother. 44: 1-9.         [ Links ]
10. Biedenbach D, Croco M, Barrett T, Jones R (1999) Comparative in vitro activity of gatifloxacin against Stenotrophomonas maltophilia and Burkholderia species isolated including evaluation of disk diffusion and E test methods. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 18: 428-431.         [ Links ]
11. Brink A, van Straten A, Rensburg A (1995) Shewanella (Pseudomonas) putrefaciens bacteremia. Clin. Infect. Dis. 20: 1327-1332.         [ Links ]
12. Cieslak T, Robb M, Drabick C, Fisher G (1992) Catheter-associated sepsis caused by Ocrhobactrum anthropi: report of a case and review of related non-fermentative bacteria. Clin. Infect. Dis. 14: 902-907.         [ Links ]
13. Docqiuer J, Riccio M, Mugnaioli C, Luzzaro F, Endimiani A, Toniolo A, et al. (2003) IMP-12, a new plamid-encoded metallo- β-lactamase from a Pseudomonas putida clinical isolate. Antimicrob. Agents Chemother. 47: 1522-1528.         [ Links ]
14. Edwards J (1995) Meropenem: a microbiological overview J. Antimicrob. Chemother. 36 (S): 1-17.         [ Links ]
15. Elting S Bodey G (1990) Septicemia due to Xanthomonas species and non-aeruginosa Pseudomonas species: increasing incidence of catheter-related infections. Medicine 69: 296-306.         [ Links ]
16. Ezzedine H, Mourad M, van Ossel (1994) An outbreak of Ocrhobactrum anthropi bacteremia in five organ transplant patients. J. Hosp. Infect. 27: 35-42.         [ Links ]
17. Fass R, Barnishan J (1980) In vitro susceptibilities of non-fermentative gram-negative bacilli other than Pseudomonas aeruginosa to 32 antimicrobial agents. Rev. Infect. Dis. 2: 841-851.         [ Links ]
18. Fass R, Barnishan J, Solomon M,Ayers L (1996) In vitro activities of quinolonas, b-lactams, tobramycin, and trimethoprim-sulfamethoxazole against non-fermentative gram-negative bacilli. Antimicrob. Agents. Chemother. 40: 1412-1418.         [ Links ]
19. Fass R, Prior R (1989) Comparative in vitro activities of piperacillin-tazobactam and ticarcillin-clavulanate. Antimicrob. Agents Chemother. 33: 1268-1274.         [ Links ]
20. Fraser S, Jorgensen J (1997) Reappraisal of the antimicrobial susceptibilities of Chryseobacterium and Flavobacterium species and methods for reliable susceptibility testing. Antimicrob. Agents Chemother. 41: 2738-2741.         [ Links ]
21. Fujii T, Sato K, Inove M, Mitsuhashi S (1985) Purification and properties of a beta-lactamase from Alcaligenes xylosoxidans. J. Antimicrob. Chemother. 16: 297-298.         [ Links ]
22. Fujii T, Sato K, Yokota E, Maefima T, Inove M, Mitsuhashi S (1987) Properties of a broad spectrum beta-lactamase isolated from Flavobacterium meningosepticum GN 14059. J. Antibiotics 41: 81-85.         [ Links ]
23. Gilardi GL (1972) Infrequently encountered Pseudomonas species causing infection in humans. Ann. Intern. Med. 77: 211-215.         [ Links ]
24. Gilardi GL (1986) Cultural and biochemical aspects for identification of glucose-nonfermenting gram-negative rods. En: Gilardi GL (Ed), Non fermentative gram-negative rods. Laboratory identification and clinical aspects, Marcel Dekker, Inc, New York, p.17-84.         [ Links ]
25. Glupezynski Y, Hansen W, Freney J, Yourassowsky E (1988) In vitro susceptibility of Alcaligenes denitrificans subsp. xylosoxidans to 24 antimicrobial agents. Antimicrob. Agents Chemother. 32: 276-278.         [ Links ]
26. Goldstein E, Citron D, Merriam C, Warren Y, Tyrrell K (2000) Comparative in vitro activities of ABT-773 against aerobic and anaerobic pathogens isolated from skin and soft-tissue animal and human bite wound infections. Antimicrob. Agents Chemother. 44: 2525-2529.         [ Links ]
27. Higgins C, Murtough S, Williamson E, Hiom S, Payne D, Russell A, et al. (2001) Resistance to antibiotics and biocides among non-fermenting gram-negative bacteria. Clin. Microbiol. Infect. 7: 308-315.         [ Links ]
28. Holmes B, Snell J, Lapage P (1977) Strains of Achromobacter xylosoxidans from clinical material. J. Clin. Pathol. 30: 595-601.         [ Links ]
29. Holmes B, Snell J, Lapage P (1979) Flavobacterium odoratum: a species resistant to a wide range of antimicrobial agents. J. Clin. Pathol. 32: 73-77.         [ Links ]
30. Kim J, Cooper R, Wetty-Wolf K, Harrel L, Zwadyk P, Klotman M (1989) Pseudomonas putrefaciens bacteremia. Rev. Infect. Dis. 11: 97-104.         [ Links ]
31. King A, Bethune L, Philips I (1996) The comparative in vitro activity of FK-037 (cefoselis), a new broad-spectrum cephalosporin. Clin. Microbiol. Infect. 1: 13-17.         [ Links ]
32. Legrand C, Anaissie E (1992) Bacteremia due to Achromobacter xylosoxidans in patiens with cancer. Clin. Infect. Dis. 14: 479-484.         [ Links ]
33. Lesco-Bornet M, Bergogne-Bérézin E (1997) Susceptibility of 100 strains of Stenotrophomonas maltophilia to three b-lactams and five beta-lactam-β-lactamase inhibitor combinations. J. Antimicrob. Chemother. 40: 717-720.         [ Links ]
34. Levesque R, Roy PH, Letarte R, Pedière JC (1982) A plamid-mediated cephalosporinase from Acrhomobacter species. J. Infect. Dis. 145: 753-761.         [ Links ]
35. Lewin C, Doherty C, Govan J (1993) In vitro activies of meropenem, PD 127391, PD 131628, ceftazidime, chloramphenicol, co-trimoxazole, and ciprofloxacin against Pseudomonas cepacia. Antimicrob. Agents. Chemother. 37: 123-125.         [ Links ]
36. Lombardi G, Luzzaro F, Docquier J, Riccio M, Perilli M, Coli A, et al. (2002) Nosocomial infections caused by multidrug-resistant isolates of Pseudomonas putida producing VIM-1 metallo-β-lactamase. J. Clin. Microbiol. 40: 4051-4055.         [ Links ]
37. Louie A, Baltch A, Ritz WJ, Smith R (1991) Comparative in vitro susceptibilities of Pseudomonas aeruginosa, Xanthomonas maltophilia, and Pseudomonas spp. to sporfloxacina (CI-978, AT-4140, PD 131501) and reference antimicrobial agents. J. Antimicrob. Chemother. 27: 793-799.         [ Links ]
38. Mammeri H, Bellais S, Nordmann P (2002) Chromosome-encoded β-lactamases TUS-1 and MUS-1 from Myroides odoratus and Myroides odoratimimus (Formerly Flavobacterium odoratum), new members of the lineage of molecular subclass B1 metalloenzymes. Antimicrob. Agents Chemother. 46: 3561-3567.         [ Links ]
39. Mandell W, Garvey G, Neu H (1987) Achromobacter xylosoxidans bacteremia. Rev. Infect. Dis. 9: 1001-1005.         [ Links ]
40. National Committee for Clinical Laboratory Standards (1993) Methods for dilution antimicrobial susceptibility tests for bacteria that grow aerobically. 3rd. ed. Approved Standard M7-A3 National Committee for Clinical Laboratory Standards, Villanova, Pa. EE UU.         [ Links ]
41. National Committee for Clinical Laboratory Standars (2002) Methods for dilution antimicrobial susceptibility test for bacteria that grow aerobically. 3rd. ed. Approved Standards, Villanova, Pa. EE UU.         [ Links ]
42. Pedersen M, Marso E, Pickett J (1970) Non fermentative bacili associated with man III. Pathogenicity and antibiotic susceptibility. Am. J. Clin. Pathol. 54: 178-192.         [ Links ]
43. Raimondi A, Moosdeen F, Williams J (1986) Antibiotic resistence pattern of Flavobacterium meningosepticum. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 5: 461-463.         [ Links ]
44. Ramos J, Román A, Fernández-Roblas R, Cabello A, Soriano F (1996) Infection caused by Ochrobactrum anthropi. Clin. Microbiol. Infect. 1: 214-216.         [ Links ]
45. Reina J, Bassa A, Llompart I, Portela D, Borrel N (1991) Infections with Pseudomonas paucimobilis: report of four cases and review. Rev. Infect. Dis. 13: 1072-1076.         [ Links ]
46. Rolston K, Messer M (1990) The in-vitro susceptibility of Alcaligenes denitrificans subsp. xylosoxidans to 40 antimicrobial agents. J. Antimicrob. Chemother. 26: 857-860.         [ Links ]
47. Saino Y, Inoue M, Mitsuhashi S (1984) Purification and properties of an inducible cephalosporinase from Pseudomonas maltophilia GN12873. Antimicrob. Agents Chemother. 25: 262-365.         [ Links ]
48. Saino Y, Kobayashi F, Inoue M, Mitsuhashi S (1982) Purification and properties of inducible penicillin β-lactamase isolated from Pseudomonas maltophilia. Antimicrob. Agents Chemother. 22: 564-570.         [ Links ]
49. Schereckenberger P, Daneshvar M, Weyant R, Hollis D (2003) Acinetobacter, Achromobacter, Chryseobacterium, Moraxella, and other nonfermentative gram-negative rods. En: Murray P, Baron E, Jogensen J, Pfaller M, Yolken R (Ed), Manual of Clinical Microbiology, 8th ed. ASM Press, Washington DC, p. 749-779.         [ Links ]
50. Senda K, Arakawa Y, Ichiyama S, Nakashima K, Ito H, Ohsuka S, et al. (1996) PCR detection of metallo-β-lactamase gene (bla IMP) in gram-negative rods resistant to broad-spectrum β-lactams. J. Clin. Microbiol. 34: 2909-2913.         [ Links ]
51. Spangler S, Visalli M, Jacobs M, Appelbaum P (1996) Susceptibilities of non-Pseudomonas aeruginosa gram-negative non-fermentative rods to ciprofloxacin, ofloxacin, levofloxacin, D-ofloxacin, sparfloxacin, ceftazidime, piperacillin, piperacillin-tazobactam, trimethoprim-sulfa-me-thoxazole, and imipenem. Antimicrob. Agents Chemother. 40: 772-775.         [ Links ]
52. Statement 1996 CA-SFM (1996) Zone sizes and MIC break points for non-fastidious organisms. Clin. Microbiol. Infect. 2 (S): 46-49.         [ Links ]
53. Valdezate S, Vindel A, Baquero F, Cantón R (1999) Comparative in vitro activity of quinolones against Stenotrophomonas maltophilia. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 18: 908-911.         [ Links ]
54. Vartivarian S, Anaissie E, Bodey G, Sprigg H Rolston K (1994) A changing pattern of susceptibility of Xanthomonas maltophilia to antimicrobial agents: implications for therapy. Antimicrob. Agents Chemother. 38: 624-627.         [ Links ]
55. Vila Estapé J, Valls Lolla ME, Pumarola Suñé T, Jimenez de Anta Losada MT (1987) Bacilos gram-negativos no fermentadores aislados en enfermos hospitalizados. Enferm. Infecc. Microbiol. Clin. 5: 88-92.         [ Links ]
56. von Graevenitz A (1995) Acinetobacter, Alcaligenes, Moraxella, and other non fermentative gram-negative bacteria. En: Murray P, Baron E, Pfaller M, Tenover F, Yolken R (Ed), Manual of Clinical Microbiology. 6th ed, ASM Press, Washington, DC, p. 520-532.         [ Links ]
57. von Graevenitz A, Grehn M (1977) Susceptibility studies on Flavobacterium IIb. FEMS Microbiol. Lett. 2: 289-292.         [ Links ]
58. von Graevenitz A (1985) Ecology, clinical significance, and antimicrobial susceptibility of infrequently encountered glucose-non fermenting gram-negative rods. En: Gilardi GL(Ed), Non fermentative gram-negative rods. Laboratory identification and clinical aspects. Marcel Dekker, Inc., New York p.181-232.         [ Links ]
59. Weiss K, Restieri C, De Carolis E, Laverdière M, Guay H (2000) Comparative activity of new quinolones against 326 clinical isolates of Stenotrophomonas maltophilia. J. Antimicrob. Chemother. 45: 363-365.
        [ Links ]

Recibido: 31/05/04
Aceptado: 18/04/05

Creative Commons License Todo el contenido de esta revista, excepto dónde está identificado, está bajo una Licencia Creative Commons