A. I. De la Iglesia¹ Y H. R. Morbidoni^*1,2

¹Cátedra de Microbiología, Virología y Parasitología, Facultad de Ciencias Médicas, ²Consejo de Investigaciones, Universidad Nacional de Rosario, Santa Fe 3100 (2000) Rosario, Argentina
*Correspondencia. E-mail: hmorbido@unr.edu.ar

RESUMEN
La tuberculosis constituye todavía una de la causas más frecuentes de mortalidad en el mundo. A pesar de la implementación de tratamientos con cuatro drogas antituberculosas, la aparición de cepas resistentes y multirresistentes ha comprometido la eficacia de los mismos. Dos de las drogas en uso, la rifampicina y la isoniacida, recibieron gran atención por su importancia terapéutica, incluso se han identificado los genes involucrados en los mecanismos de resistencia y los que codifican para sus blancos moleculares. La rifampicina es un inhibidor de la subunidad β de la ARN polimerasa de procariotas, incluido Mycobacterium tuberculosis. La resistencia a esta droga está principalmente mediada por mutaciones agrupadas en una región del gen rpoB. Una pequeña fracción de cepas resistentes no mostró mutaciones en rpoB, lo que sugiere la existencia de otros mecanismos de resistencia, posiblemente eflujo de la droga. La isoniacida es una prodroga que se activa por la catalasa-peroxidasa KatG. Mutaciones en katG son las más comúnmente identificadas en cepas clínicas de M. tuberculosis resistentes a isoniacida, confiriendo altos niveles de resistencia. Sin embargo, el blanco molecular de acción para la isoniacida es la InhA, una enoil-ACP reductasa involucrada en la vía de síntesis de los ácidos micólicos. Otras mutaciones involucradas en la resistencia a la isoniacida afectan al gen ndh, que codifica para la NADH deshidrogenasa.
Palabras clave: tuberculosis, resistencia a drogas, mecanismo de acción, isoniacida, rifampicina

ABSTRACT
Mechanisms of action of and resistance to rifampicin and isoniazid in Mycobacterium tuberculosis: new information on old friends. Human tuberculosis is still one of the most frequent causes of death worldwide. Despite the implementation of therapeutic regimes combining four drugs, the rise of resistant and multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis strains has compromised their efficacy. Two of the most effective anti-tubercular drugs in use, rifampicin and isoniazid, have been closely studied due to their therapeutic importance. These studies have led to the identification of the genes involved in resistance mechanisms and of those encoding the molecular targets for these drugs. Rifampicin is an inhibitor of the β-subunit of the RNA polymerase of prokaryotes, including M. tuberculosis. Resistance to rifampicin is mediated by mutations clustered in a small region of the rpoB gene. A fraction of resistant strains showed no mutations in rpoB, suggesting that other mechanisms of resistance, possibly efflux pumps, may exist. Isoniazid is a pro-drug activated by KatG, a catalase-peroxidase. Mutations in katG, the most commonly found in M. tuberculosis clinical isolates, give high levels of resistance. In spite of this, the molecular target for isoniazid is InhA, an enoyl-ACP-reductase involved in the biosynthesis of mycolic acids. Other mutations causing resistance to isoniazid have been mapped to ndh, a gene encoding the NADH dehydrogenase.
Key words: tuberculosis, drug resistance, mechanisms of action, isoniazid, rifampicin

INTRODUCCIÓN

La tuberculosis humana sigue siendo una de las causas principales de muerte en el mundo y su tratamiento es todavía una verdadera batalla de pronóstico incierto (26). El escaso arsenal de drogas antituberculosas disponibles no ha tenido adiciones de nuevos fármacos antituberculares específicos en los últimos 30 años (47), por lo que el éxito del tratamiento depende en gran medida de su estricto cumplimiento (93, 101). La mejora en los resultados de la terapia antituberculosa se ha debido, fundamentalmente, a la implementación del sistema DOTS (Directly Observed Treatment, Short Course, o tratamiento breve directamente observado), basado en la toma de las drogas antituberculosas por parte del paciente, supervisado por personal de salud para asegurar el cumplimiento del tratamiento (36, 74). La quimioterapia contra M. tuberculosis es diferente a la utilizada contra otros patógenos bacterianos debido al largo tiempo de duplicación de esta micobacteria (18-24 horas, comparado con los 30-40 minutos requeridos por otras bacterias), a su constitución estructural, que le confiere una baja permeabilidad celular (56, 73, 90), y a su capacidad de permanecer en el huésped en estado de latencia (140). También es importante destacar que este patógeno puede ser hallado en distintas ubicaciones dentro del huésped, donde enfrenta distintas condiciones ambientales (82, 83). De esta manera, podemos pensar en la enfermedad activa como la suma de distintas poblaciones dinámicas en el organismo. Así, dado que los pulmones son los órganos más frecuentemente afectados, en ellos pueden encontrarse micobacterias dividiéndose activamente o manifestando un metabolismo reducido en las lesiones caseosas, en condiciones de bajo pH y bajas tensiones de oxígeno. Estas poblaciones son metabólicamente distintas y es razonable esperar diferente susceptibilidad a drogas antituberculosas, como fue postulado por D. A. Mitchison (82, 83). Un modelo matemático desarrollado por Lipsitch y Levin tomó en cuenta esta hipótesis y llevó a la conclusión de que el abandono o la irregularidad del tratamiento eran factores más importantes que la heterogeneidad poblacional micobacteriana (72).
Las razones mencionadas explican la necesidad de instaurar una terapia basada en la administración de cuatro fármacos bajo el sistema DOTS, a fin de llegar a las distintas poblaciones de micobacterias para reducir drásticamente su número y minimizar la aparición de mutantes resistentes a las drogas.
En el tratamiento antituberculoso estandarizado se utilizan cuatro drogas, rifampicina (RIF), isoniacida (INH), etambutol (EMB) y pirazinamida (PZA), durante la primera fase de dos meses (llamada intensiva), la cual se continúa con una segunda fase de cuatro meses con dos drogas (RIF e INH) (83, 84). Como se ve, RIF e INH forman parte de ambas fases y constituyen las drogas más importantes del tratamiento. La resistencia a ambos agentes antituberculosos obliga a elegir drogas de menor efectividad, mayor toxicidad y mayor costo en su reemplazo, denominadas drogas de segunda línea. De lo descrito se desprende lo primordial de determinar si una cepa en estudio es resistente a RIF, a INH o a ambos antibióticos, ya que esta situación determinará en gran medida el éxito del tratamiento y la complejidad y costo del manejo terapéutico (34, 36, 37).
Las herramientas genéticas desarrolladas a partir de 1990 (16, 38, 55, 105) han permitido el análisis de los mecanismos de resistencia a algunas de las drogas antituberculosas. Dado el valor terapéutico de ambas, la rifampicina y la isoniacida fueron las primeras drogas cuyos mecanismos de acción y de resistencia fueron estudiados a nivel molecular. El aislamiento de mutantes resistentes a RIF o INH en el laboratorio ha permitido el estudio de los genes más frecuentemente afectados por mutaciones, las cuales han sido validadas al ser detectadas en cepas clínicas resistentes a estas drogas. En las secciones siguientes se describe el conocimiento actual de los mecanismos de acción de la RIF y la INH, así como los mecanismos involucrados en la resistencia a estos antibióticos.

Bases genéticas de la resistencia a rifampicina
Ha sido claramente demostrado en Escherichia coli que la rifampicina actúa inhibiendo la síntesis de ARN mensajero, a cargo de la ARN polimerasa (38). Asimismo, mutantes de esta enterobacteria adquirían resistencia a RIF mediante mutaciones en rpoB, el gen codificante para la subunidad β de la ARN polimerasa. Basados en estos indicios, Telenti et al. clonaron el gen rpoB de M. tuberculosis, determinaron su secuencia y usaron esta información para amplificar dicho gen en 54 aislamientos clínicos RIF^R y en 66 RIF^S (128). Estos investigadores hallaron que todas las cepas resistentes tenían mutaciones en rpoB, mientras que las cepas sensibles no presentaban mutaciones en este gen. Las mutaciones causantes de resistencia a RIF en M. tuberculosis estaban agrupadas en una pequeña zona de rpoB e involucraban sólo 8 de los 23 aminoácidos presentes en esa región, especialmente en los residuos 526 y 531 (127, 128). Estos datos fueron corroborados y extendidos mediante el análisis de numerosos aislamientos clínicos en distintos países. Se describieron mutaciones puntuales, inserciones y deleciones que afectan una región de 100 pb en casi la totalidad (95%) de los casos estudiados (88, 89, 100). Aprovechando las técnicas de manipulación de ADN existentes y sobre la base del conocimiento reunido acerca de las mutaciones en rpoB, Kapur et al. secuenciaron 128 cepas clínicas de EE.UU., entre las que se incluyen 121 cepas RIF^R (59). Estos investigadores detectaron polimorfismos en la zona correspondiente a los 23 residuos de aminoácidos mencionados; se cuentan entre ellos dos inserciones de tres o seis bases, tres deleciones de seis y nueve bases y seis mutantes con dos mutaciones puntuales en esta zona del gen rpoB. Nuevos estudios realizados por una gran cantidad de laboratorios reportan las mismas mutaciones, hecho que valida estos hallazgos, (1, 2, 4, 5, 19, 23, 42, 44, 52, 53, 67, 112, 119).
En un reporte reciente, Cummings y Segal analizaron la frecuencia de cambios de aminoácidos que tenían una incidencia marcada sobre los valores de concentración inhibitoria mínima (CIM) para RIF (27). Para ello elaboraron un modelo de análisis de los cambios en la secuencia de la zona 511-533 de rpoB de diversos aislamientos clínicos, y los correlacionaron con los valores de CIM. Las mutaciones implicadas en el cambio de aminoácidos fueron halladas en las posiciones 511, 513, 515, 516, 521, 526, 531 y 533; sin embargo, las mutaciones relevantes que causaban aumento de la CIM para RIF correspondían solamente a los residuos 526 y 531, con incrementos de entre 100 y 400 veces (Tabla 1). Por el contrario, cambios polimórficos en los residuos 511, 512, 515, 521 y 529 apenas tenían incidencia en los niveles de CIM (27). Este análisis indica que la secuenciación de un fragmento de rpoB puede ser una manera rápida de determinar el nivel de resistencia a RIF de un aislamiento, en reemplazo de la más lenta técnica clásica de cultivo (18, 79, 80, 117, 139).

Si bien no hay duda de que mutaciones en una región pequeña de rpoB son responsables de la resistencia a rifampicina, no todas ellas confieren resistencia a las demás rifamicinas de uso clínico. La rifabutina es una rifamicina utilizada como droga de segunda línea en el tratamiento de infecciones por M. tuberculosis y M. avium. Mutaciones en los codones 526 y 531 de rpoB causan resistencia a la rifampicina y a la rifabutina (94, 116); sin embargo, las restantes mutaciones descritas en esta sección determinan resistencia a la rifampicina pero no a otras rifamicinas, como lo demostraron Anthony et al. (7). Estos autores también demostraron que la frecuencia de aparición de mutantes resistentes a la rifabutina es 10 veces mayor cuando se obtienen a partir de mutantes resistentes a la rifampicina, comparada con la frecuencia de aparición de mutantes cuando se selecciona directamente por resistencia a la rifabutina, sin selección previa para rifampicina. (34, 54, 59, 114).
A pesar de haberse identificado claramente a rpoB como el gen más frecuentemente asociado a la resistencia a RIF en micobacterias, se ha reportado un pequeño número de cepas resistentes sin mutaciones en este gen. Es importante considerar la posibilidad de mecanismos de resistencia alternativos, como son las bombas de eflujo, encargadas de eliminar una gran variedad de compuestos del citoplasma de las bacterias (71, 114).

Resistencia a rifampicina y concepto de fitness bacteriano
RIF e INH son drogas esenciales en el tratamiento de la tuberculosis; el aislamiento de cepas clínicas resistentes a estas drogas ha creado un gran interés en la frecuencia de aparición de dichos mutantes y en la identificación y el análisis de los genes involucrados en los mecanismos de resistencia. También resultó de interés estudiar el efecto que estas mutaciones ocasionan en la fisiología celular. Este concepto, desarrollado para otros géneros bacterianos, es conocido como bacterial fitness (28, 46, 62, 77, 118). El mismo postula que la reducción en el uso de drogas antimicobacterianas causaría la desaparición de las cepas resistentes debido a que toda mutación tendría un costo adverso en la fisiología de la célula mutante, traducido en una velocidad de crecimiento menor comparada con las células salvajes. Esto llevaría al desplazamiento de las células mutantes en la población total de micobacterias. M. tuberculosis muestra una amplia variedad de fenotipos medibles de fitness, incluidos tiempo de duplicación, transmisibilidad, infectividad y patogenicidad, que podrían significar diferencias in vivo (131). Estudios recientes han añadido más polémica al tema, al demostrar que la medición del fitness puede variar según el ensayo utilizado y, más aún, que pueden obtenerse distintos resultados si se comparan valores obtenidos in vitro con los obtenidos in vivo. Al mismo tiempo, los costos ocasionados por las mutaciones que confieren resistencia a drogas pueden ser minimizados por mutaciones compensatorias, sin pérdida de la resistencia y sin afectar mayormente la capacidad de crecimiento (15, 28, 46, 62, 118). Estas mutaciones pueden ser de costo mínimo para las células, como demostraron Sander et al. mediante un modelo en el que utilizan la micobac-teria no patógena M. smegmatis (110). Estos hechos sugieren que, lejos de desaparecer, las mutantes resistentes pueden persistir en la población. Es por ello que es necesario estudiar la velocidad de aparición de mutantes, así como también los efectos de las mutaciones sobre el ciclo celular. Un ejemplo de esto es la reciente publicación de Mariam et al. (77), donde se reporta el aislamiento in vitro de mutantes RIF^R. La secuenciación de rpoB en estos mutantes mostró mayoritariamente la presencia de las mutaciones Ser531Trp, His526Tyr y Ser522Leu, con valores de CIM superiores a 32 µg/ml. Estos autores determinaron los tiempos de duplicación para la cepa salvaje y las cepas mutantes, la capacidad de crecimiento en macrófagos y el fitness relativo (tiempo de duplicación de la cepa salvaje/ tiempo de duplicación de la cepa mutante) en ensayos de cultivo puro y de competencia con la cepa salvaje (77). Los valores hallados, mostrados en la Tabla 2, ejemplifican el efecto que las mutaciones ejercen sobre la capacidad metabólica celular. Por ejemplo, la mutante Harlingen rpoB Ser531Trp ha sido aislada de pacientes con baja frecuencia (14% del total de aislamientos), lo que podría atribuirse al bajo fitness de esta mutante in vivo. En cambio, los reemplazos Ser531Leu e His526Tyr en el gen rpoB de la misma cepa presentan una mayor capacidad de crecimiento in vivo (0,84), lo que explica su mayor prevalencia de aislamiento (12).

Si bien el análisis de impacto de la resistencia a INH sobre el fitness de M. tuberculosis es un tópico de evidente importancia, el mismo deberá aguardar hasta la identificación de todos los genes involucrados en la resistencia y la comprensión del rol celular de los mismos.

Resistencia a isoniacida en micobacterias: mutantes deficientes en catalasa-peroxidasa (KatG) son resistentes a la isoniacida
La isoniacida (forma hidracida del ácido isonicotínico) es una droga de gran actividad sobre M. tuberculosis, con una CIM de 0,05 µg/ml. Trabajos pioneros de F. Winder (139-149) y su posterior expansión por K. Takayama (120-124), demostraron que INH inhibía específicamente la síntesis de los ácidos micólicos, sin afectar la síntesis de otros ácidos grasos. Los ácidos micólicos son ácidos grasos ramificados de cadena muy larga (hasta 90 átomos de carbono), constituyen uno de los componentes principales de la envoltura de la célula micobacteriana y contribuyen, en gran medida, a su impermeabilidad (73). Sin embargo, se debió esperar hasta los años noventa para que los avances en la manipulación genética de micobacterias permitieran el clonado y la expresión de los genes responsables de la resistencia a INH. Uno de los primeros avances en este sentido lo constituyó la dilucidación del rol en la actividad an-tituberculosa de INH de la enzima KatG, una catalasa-peroxidasa. Así, Zhang et al. demostraron que INH era, en realidad, una prodroga que se activaba por KatG, lo que da origen a una variedad de especies reactivas (151, 152). Posteriormente, trabajos de Heym et al. identificaron katG en el cromosoma de varias micobacterias, entre ellas M. tuberculosis, y estudiaron además las mutaciones que afectaban a este gen en los aislamientos clínicos INH^R (49, 51). Hasta el presente, una larga serie de reportes indican que katG es responsable de casi el 60% de los casos de INH^R en cepas aisladas de pacientes (3, 34, 39, 45, 49, 53, 54, 78, 109, 110, 134, 152). La mutación más comúnmente observada en katG es en el codón 315, que causa el cambio del aminoácido Serina 315 por Treonina (Ser315Thr), y está asociada con altos niveles (5-10 µg/ml) de resistencia a INH (53, 78). La información generada ha servido, como en el caso de la resistencia a RIF, para identificar las mutaciones en katG responsables de la resistencia, lo que ha permitido diseñar sistemas de detección basados en la secuenciación de ADN, en la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) o en polimorfismos de cadena simple de ADN (SSCP) (33, 34, 54, 59, 61, 76). Estos estudios son de gran valor para determinar rápidamente si una cepa clínica puede ser INH^R debido a la pérdida de la activación de INH ya que, como se ha señalado, las mutaciones en katG son las más comunes. Sin embargo, la existencia de otros genes implicados en la resistencia (como se describe en las próximas secciones) deja una fracción importante de aislamientos clínicos en los que las técnicas de PCR no son aplicables para determinar la resistencia o sensibilidad a INH, al no conocerse la identidad de los genes mencionados.
Otro interesante punto para remarcar es que katG es un gen no esencial y, por lo tanto, no se ajusta a la definición de blanco de acción de una droga. Entonces, la pregunta es: ¿cuál(es) es(son) la(s) enzima(s) inhibida(s) por la forma activada de INH en micobacterias y cuántos genes están involucrados en la resistencia a esta droga?

La isoniacida inhibe a la enoil-ACP reductasa, enzima requerida para la síntesis de ácidos micólicos
Una de las mayores sorpresas deparadas por la secuenciación del genoma de M. tuberculosis fue la observación de la presencia de gran cantidad de genes dedicados a la degradación, síntesis y modificación de ácidos grasos (24). Uno de los genes presentes en el cromosoma de este patógeno (así como también en el de otras especies de micobacterias) codifica para una enzima que contiene todos los dominios funcionales requeridos para la síntesis de ácidos grasos, denominada sintetasa de ácidos grasos de tipo I o FASI (Fatty Acid Synthase I). Lo llamativo de la presencia de esta enzima en micobacterias es que es la misma que sintetiza ácidos grasos en eucariotas, desde la levadura Saccharomyces cereviseae hasta el ser humano (20, 57, 63, 115, 137). Estudios realizados por K. Bloch en la década del setenta mostraron una actividad enzimática de alto peso molecular presente en M. smegmatis, capaz de sintetizar ácido palmítico in vitro (13, 14, 92, 96). Esto es sorprendente si se considera que en la gran mayoría de los géneros bacterianos, la síntesis de ácidos grasos procede a través de las mismas reacciones químicas pero catalizadas por varias enzimas (o sea, por distintas proteínas), cada una de las cuales lleva a cabo una etapa de la reacción de síntesis (75, 107). Este conjunto de proteínas, físicamente independientes, se asocian para llevar a cabo las reacciones de síntesis y recibe la denominación de sintetasa de ácidos grasos de tipo II o FASII (Fatty Acid Synthase II). Como se ha mencionado en la sección precedente, trabajos publicados por Winder (139-149) y por Takayama (122-124) demostraron que INH inhibía la síntesis de ácidos micólicos. Sin embargo, no se conocían cuáles eran las enzimas implicadas en dicha síntesis. La identificación del blanco de acción de INH en micobacterias fue realizada, en su mayor parte, por el grupo de W.R. Jacobs, y contribuyó no solamente a aclarar el mecanismo de acción de la isoniacida sino también a comprender la ruta biosintética de los ácidos micólicos, como se describe a continuación.
El grupo de Jacobs aisló cepas mutantes de la mico-bacteria no patógena de crecimiento rápido M. smegmatis resistentes a INH, y clonó e identificó el gen responsable (8). Este gen, también presente con alto grado de homología en M. tuberculosis y M. bovis BCG, fue denominado inhA y se vio que mostraba gran similitud con el gen fabI de E. coli, involucrado en la síntesis de ácidos grasos de bacterias mediada por FASII (Figura 1). Esta información adquiere relevancia si se recuerda que INH causa inhibición de la síntesis de los ácidos micólicos en micobacterias, pero no afecta la síntesis de los ácidos grasos de cadena más corta producidos por FASI. Al mismo tiempo podría estar señalando la existencia de dicho sistema en micobacterias, dado que fabI es parte de FASII. Esta posibilidad estaría sustentada por la necesidad de contar con un sistema de síntesis para los ácidos micólicos, con lo cual las micobacterias tendrían sistemas específicos para la síntesis de ácidos grasos “normales” (necesarios para la síntesis de membrana citoplasmática) y “extra-largos”.

La secuenciación del gen mutado en cepas de M. smegmatis INH^R mostró que el cambio del aminoácido Serina 94 por Alanina (Ser94Ala) era el responsable de la resistencia a INH. Asimismo se demostró que esta cepa mutante presentaba resistencia cruzada a la droga antuberculosa de segunda línea etionamida (8), la que también actúa inhibiendo la síntesis de ácidos micólicos (97). Sin embargo, numerosos aislamientos clínicos INH^R eran ETH^S, lo que sugiere blancos distintos. Estudios llevados a cabo por Ortiz de Montellano y otros investigadores mostraron recientemente que la etionamida es también una prodroga activada por una monooxigenasa denominada EthA (10, 31, 131), y esto justificaría la proporción de aislamientos clínicos INH^R-ETH^S. El hecho de que cepas clínicas mostraran resistencia tanto a INH como a ETH indicaba un mecanismo de resistencia compartido, lo que fue confirmado al clonar y secuenciar el gen inhA en cepas INH^R katG (+) y ETH^R ethA (+). En todas las cepas analizadas se encontraron mutaciones en inhA que eran suficientes para impedir la unión de INH* (INH activado) y ETH* (ETH activado) (48, 65, 69, 86, 106).
La identificación de InhA como blanco de acción de INH en micobacterias llevó a la secuenciación del gen inhA en numerosos aislamientos clínicos, y se encontró que las mutaciones más frecuentes eran de dos tipos: 1) en la región promotora de inhA (este gen está ubicado corriente abajo del gen mabA, con el cual forma un operón) y 2) en la región codificante de inhA. Dos trabajos muy completos en cuanto a la naturaleza de las mutaciones detectadas en katG e inhA son los de Morlock et al. (86) y Cardoso (17), donde se analizan cepas clínicas de EE.UU., Rusia y Brasil. Las mutaciones más frecuentemente halladas en las zonas promotora y codificante de mabA-inhA se muestran en la Figura 2. En todos los casos estudiados, las mutaciones que afectaban inhA otorgaban bajos niveles de resistencia a INH, en contraposición a la alta resistencia mediada por mutaciones en katG. En cierta manera es lo esperable, dado que InhA es una enzima esencial y, por lo tanto, sólo puede soportar una cierta cantidad de reemplazos de aminoácidos sin alterar su función enzimática. En cambio KatG es una enzima no esencial y su pérdida impide la activación de INH. En este contexto es interesante comentar que mientras M. tuberculosis INH^R acepta relativamente pocas mutaciones en el marco de lectura y zona del promotor del gen inhA (Figura 2), M. smegmatis INH^R, que ha sido usado como un microorganismo modelo, tolera muchas más mutaciones en dicho gen (89). Dado que ambos genes son conservados, estos resultados sugieren que la expresión y actividad de la enoil-ACP reductasa está más estrictamente controlada en M. tuberculosis (H.R. Morbidoni et al., manuscrito en preparación).

Trabajos posteriores llevados a cabo por Jacobs y sus asociados incluyeron la caracterización bioquímica y biofísica de la enzima InhA, y comprobaron que la forma activada de INH (INH*) se unía a NADH (cofactor de la reacción catalizada por InhA) y luego el complejo reaccionaba con InhA causando su inactivación (9, 32, 98).
Para validar el rol de InhA como enzima esencial y blanco de acción de INH, Vilcheze et al. aislaron mutantes termosensibles (TS) de M. smegmatis resistentes a INH (133, 134). Una de estas mutantes fue caracterizada y se encontró que la mutación que causaba la resistencia a INH y la termosensibilidad afectaba a InhA, por lo tanto quedaba inequívocamente demostrado que inhA es un gen esencial y que es el blanco de acción de la forma activada de INH. Cultivos en fase de crecimiento exponencial de esta mutante cambiados a temperaturas no permisivas, mostraban inhibición de la síntesis de ácidos micólicos y cinética de lisis indistinguible de cultivos salvajes de M. smegmatis o M. bovis var. BCG tratados con INH (135). Conjuntamente con esos resultados, Larsen et al. demostraron que la sobrexpresión de inhA era suficiente para incrementar la CIM para INH y ETH en M. tuberculosis, M. bovis var BCG y M. smegmatis, lo que prueba que InhA es el blanco de acción de ambas drogas antituberculosas (64). Estos resultados son de importancia ya que ETH es una droga de segunda línea que se usa en reemplazo de INH cuando la cepa es INH^R; como se ve, ETH puede ser utilizada si se comprueba que la resistencia a INH es causada por mutaciones en katG.
El mecanismo de acción de INH involucra otros genes desconocidos, ya que se han aislado cepas clínicas resistentes a INH que no presentaban mutaciones en katG ni en inhA (66, 68). Estudios llevados a cabo en el laboratorio del Dr. W. R. Jacobs identificaron un nuevo gen involucrado en la resistencia a INH, ndh, que codifica para la enzima NADH deshidrogenasa (81). Las mutantes aisladas mostraban corresistencia a INH y ETH, con valores de CIM de 2 a 6 veces más altos que los de la cepa salvaje (M. bovis BCG var. Pasteur) (136). Este resultado es esperable dado que, como se mencionó anteriormente, la forma activada de INH se une a una molécula de NADH (cofactor de la reacción) para inhibir a InhA (32, 99). Mutaciones en el gen ndh fueron descritas en cepas clínicas, hecho que valida los estudios basados en mutantes espontáneas de M. bovis BCG resistentes a INH con mutaciones en dicho gen, aisladas en el laboratorio (68).
La Tabla 3 resume el conocimiento actual de los genes involucrados en la resistencia a la isoniacida, así como también los valores de CIM observados en cada caso. El rol de otros genes (como los que participan en la regulación de la expresión de katG y que, por lo tanto, influyen en el nivel de actividad de KatG en la célula) queda fuera de los alcances de esta revisión y será considerado en futuras publicaciones. Los mecanismos de acción identificados o propuestos para INH se muestran esquematizados en la Figura 3.

En resumen, tanto INH como ETH son prodrogas activadas por la catalasa-peroxidasa KatG y la monooxi-genasa EthA, respectivamente. Ambas prodrogas, luego de su activación, inhiben a InhA, la enoil-ACP reductasa involucrada en la síntesis de ácidos micólicos, lo que explica la aparición de cepas clínicas resistentes a ambas drogas antituberculosas. La información generada sobre el mecanismo de acción y de resistencia a INH y ETH debe ser tenida en cuenta al identificarse cepas clínicas de M. tuberculosis resistentes a INH, por la probabilidad de que también presenten resistencia cruzada a ETH.

Diagnóstico de resistencia a isoniacida: ¿termociclar o no termociclar?
Si se considera el tiempo de duplicación de M. tuberculosis (18-24 h) y el tiempo de aparición de colonias en medios de cultivo sólidos (de uno a dos meses), la determinación de la sensibilidad o resistencia a las drogas antituberculosas difícilmente se pueda informar al infectólogo tratante en menos de dos meses. Es clara la necesidad de contar con metodologías que permitan realizar estos estudios en un lapso sensiblemente menor, para evitar la instauración de tratamientos empíricos que quizás no sólo resulten inefectivos sino que, tal vez, favorezcan la propagación de cepas resistentes a drogas en la comunidad.
La utilización de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) constituyó uno de los mayores avances en las ciencias biológicas en los últimos veinte años. Una de sus consecuencias más visibles ha sido la aplicación de técnicas de amplificación de material genético para revelar la presencia de diversos microorganismos (virus, bacterias, hongos) en muestras biológicas, aun presentes en muy baja cantidad, lo que permite un diagnóstico rápido y sensible (6, 40, 70, 120). De la misma manera, la amplificación de secuencias específicas (junto con otras técnicas fenotípicas de detección), ha permitido evidenciar la presencia de genes que codifican enzimas involucradas en mecanismos de patogénesis, tales como la producción de toxinas (11, 60, 87) o la resistencia a antibióticos (25, 29, 35, 43, 91, 102, 113). Los mecanismos de resistencia a drogas en micobacterias involucran genes cromosomales (50), a diferencia de otras especies donde varios de los mecanismos de resistencia están codificados en plásmidos, como ocurre con las β-lactamasas (58, 95, 103, 108, 121). En estos casos, los genes que causan la resistencia a antibióticos son mucho más fácilmente evidenciables, ya que no tienen un correlato cromosomal y su detección implica el carácter de resistencia (104, 112). En comparación con otros grupos, la determinación de la resistencia a drogas por métodos moleculares en micobacterias no es tan fácil y depende de la cantidad de genes cromosomales implicados. Un ejemplo, basado en lo comentado en las secciones precedentes, es la resistencia a RIF, donde la mayoría de las mutaciones se concentran en una pequeña zona del gen, de relativamente fácil amplificación y análisis (21, 30, 85). Sin embargo, si bien las técnicas de amplificación de ADN se utilizan para demostrar la resistencia a RIF, no son sencillas de aplicar en la determinación de resistencia a INH. Esto es debido a que la resistencia a INH requeriría el análisis de varios genes, aun teniendo en cuenta que la mayoría de las mutaciones deberían afectar a katG, que contienen un número variable de mutaciones, no siempre agrupadas dentro del gen. Sin embargo, se han publicado trabajos donde se reporta la utilización de métodos moleculares para la determinación rápida de resistencia a INH, la mayoría de los cuales son en general costosos y requieren personal entrenado y equipamiento de complejidad media o alta (22, 33, 41, 104, 129, 130, 132).

Resistencia a RIF: ¿marcador presuntivo de resistencia a INH?
Uno de los misterios pendientes de resolución en esta historia es la frecuente aparición simultánea de resistencia a RIF y a INH. Dado que ambas drogas son la columna vertebral del tratamiento antituberculoso, es de vital importancia conocer a la brevedad si la cepa en estudio es resistente o sensible a estos antibióticos. Desafortunadamente para el éxito del tratamiento terapéutico, la literatura basada en los casos clínicos analizados reporta la resistencia a RIF como un marcador de resistencia a INH. Si bien los datos experimentales avalan la teoría según la cual las mutaciones causales de resistencia a RIF pueden disminuir la capacidad transcripcional de las mutantes (15, 28), hasta el momento se desconoce la razón capaz de explicar por qué cepas RIF^R son muy frecuentemente INH^R . Es de tener en cuenta el modelo matemático sugerido por Lipsitch y Levin (72), en el cual la existencia de distintos compartimentos con micobac-terias en distinto estado metabólico (y por consiguiente, con distinta sensibilidad a drogas) explicaría la posibilidad de aparición de mutantes resistentes a una droga, y en estadios posteriores, de resistencia secundaria. En este análisis, la resistencia a INH, la droga más potente, aparece y se convierte en predominante en la población cuando no hay adherencia al tratamiento.

Agradecimientos: los autores agradecen la excelente labor secretarial del Sr. Adrián Fornasari. HRM es Investigador Independiente del CIUNR (Consejo de Investigaciones de la Universidad Nacional de Rosario).

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Recibido: 31/10/05
Aceptado: 5/6/06