ARTÍCULO DE REVISIÓN

Epigenética: la lectura entre líneas del código genético

Epigenetic: reading between the lines of the genetic code

F.H. Campos-Casal^*

Cátedra Biología del Desarrollo, Facultad de Agronomía y Zootecnia, Universidad Nacional de Tucumán. Av. Kirchner 1900, (4000), San Miguel de Tucumán, Tucumán, Argentina. ^*E-mail: fhccasal@gmail.com

Resumen

El concepto de epigenética ha evolucionado desde que Waddington lo definió como el estudio de los mecanismos causales que operan en la embriogénesis. Aunque es posible trazar una tipología de significados a través de su historia conceptual, la epigenética, ha modificado paulatinamente el enfoque de los problemas biológicos relacionados con el desarrollo, hacia los problemas vinculados con la biología evolutiva del desarrollo o evo-devo. Así, la oposición clásica entre epigénesis y preformación, como maneras de comprender la embriogénesis, es parte de la historia de la epigenética, y ha contribuido a su significado actual. En la actualidad, se considera que los estados epigenéticos o la regulación epigenética aluden a situaciones en las que varios estados de expresión génica pueden coexistir en condiciones ambientales similares, sin cambios significativos en la secuencia genómica. La modulación de los mecanismos epigenéticos permite, por definición, la alteración del fenotipo celular sin alterar el genotipo. Existen numerosas vías de control epigenéticas: metilación y acetilación de histonas, incorporación de variantes de histonas, remodelación del nucleosoma, metilación del ADN, organización de la cromatina de orden superior, interacciones cromosómicas e influencias del núcleo celular en la organización espacial de la cromatina. En conjunto, estas señales adicionales contribuyen a la remodelación dinámica de la cromatina bajo distintas opciones de desarrollo. Aunque toda la información genética está escrita en el ADN como un código de cuatro caracteres; la epigenética describe el arte de leer entre líneas.

Palabras clave: Biología del Desarrollo; Embriología; Evo-devo; Epigénesis; Herencia epigenética; Metilación del ADN; Modificación de histonas; Variantes de histonas.

Abstract

The concept of epigenetics has evolved since Waddington defined it as the study of the causal mechanisms operating in embryogenesis. Although it is possible to draw a typology of meanings through its conceptual history, epigenetics has gradually changed the approach to the biological problems related to development towards the problems associated with the evo-devo. Thus, the classic opposition between epigenesis and preformation as ways of understanding embryogenesis, is part of the history of epigenetics and has contributed to its current significancee. At present, it is considered that epigenetic states and epigenetic regulation refer to situations in which the various levels of genetic expression can co-exist in similar environmental conditions without significant changes in the genomic sequence. The modulation of the epigenetic mechanisms allows, by definition, the alteration of cell phenotype without altering the genotype. There are numerous epigenetic mechanisms of control: methylation and acetylation of histones, incorporation of histone variants, remodeling of nucleosomes, DNA methylation, chromatin organization of higher order, chromosomal interactions and the cell nucleus influence in the spatial organization of chromatin. Altogether, these additional signals contribute to the dynamic remodeling of chromatin under different development options. Although all genetic information is written in the DNA as a four-character code, epigenetics describes the art of reading between the lines.

Keywords: Developmental Biology; Embryology; Evo-devo; Epigenesis; Epigenetic inheritance; DNA methylation; Histone modification; Histone variant.

Recibido 15/08/2018; Aceptado 03/10/2018.

El autor declara no tener conflicto de intereses.

Una nueva perspectiva; desde la embriología descriptiva hacia la evo-devo.

En la década de 1960, “biología del desarrollo” se convirtió en el término dominante para describir investigaciones incluidas aisladamente bajo las rúbricas de embriología, crecimiento, morfología y fisiología (Crowe et al., 2015).

Aunque la transición hacia la biología del desarrollo fue marcada por la expansión en nuevos temas y formas de investigación, en la actualidad, este profuso campo de conocimiento ha promovido la confluencia y la integración de la embriología con la genética y la biología molecular (Davidson y Buzz, 2012). Los adelantos tecnológicos y conceptuales, abrieron un extenso campo de conocimiento en la descripción, análisis y explicación causal de los fenómenos subyacentes al desarrollo embrionario de plantas y animales (Gilbert, 2017).

En los últimos 50 años, la biología del desarrollo ha experimentado dramáticos avances cualitativos y cuantitativos. La primera fase de esta revolución, fue impulsada en la década de 1970, gracias a la producción y replicación del ADN recombinante (Jackson et al., 1972; Mertz y Davis, 1972; Cohen et al., 1973; Lobban y Kaiser, 1973). Estas nuevas tecnologías permitieron elucidar los mecanismos e instrucciones genéticas involucrados en la diversificación y especificación del fenotipo celular. En consecuencia, fue posible proponer factores de transcripción, factores parácrinos, y cascadas de señales relacionadas con los dos procesos más centrales de la biología del desarrollo: diferenciación e inducción celular (Serov y Serova, 2004; Gilbert, 2017).

Progresivamente, la biología del desarrollo incorporó metodologías y recursos propios de la bioinformática y genómica (Kitano, 2002; Marioni y Arendt, 2017; Wells y Wiley, 2018). Los recientes avances metodológicos, permitieron la completa caracterización del genoma (Fu et  al., 2015; Gawad et al., 2016), transcriptoma (Zeisel et al., 2015), y epigenoma (Smallwood et al., 2014) de células individuales. En particular, la secuenciación de ARN monocatenario (scRNA-seq) ha sido ampliamente utilizada por proporcionar un perfil de expresión en células individuales (Hebenstreit, 2012; Kolodziejczyk et al., 2015). De este modo, analizando el agrupamiento de genes, es posible identificar tipos de células particulares de una población celular heterogénea (Zeisel et al., 2015; Baron et al., 2016; Muraro et al., 2016; Tasic et al., 2016).

Los progresos en epigenética, epigenómica y biología de sistemas (Noble, 2011; Kesić, 2015; Orgogozo et al., 2015) han desafiado la idea de que los sistemas vivos se pueden entender y explicar únicamente sobre la base de sus constituyentes básicos. Como nunca antes, investigadores experimentales y teóricos están trabajando en estrecha sinergia. En la actualidad, sería incompleto comprender la biología del desarrollo fuera de los ámbitos de la diferenciación celular, el cáncer, las enfermedades hereditarias, el metabolismo, la herencia, la evolución, el comportamiento e incluso la cultura (Trainor, 2018).

Más específicamente, estas áreas de estudio se están integrando cada vez más a través de la biología evolutiva del desarrollo o evo-devo (conjunción de análisis evolutivo, genético-molecular y embriológico comparado). Aunque el establecimiento de la evo-devo como disciplina autónoma y consolidada se originó en los años noventa (Olsson et al., 2009; Love, 2009; Olsson et al., 2010), su historia es marcadamente gradualista. Podríamos trazar sus orígenes a la tradición analógica que, ya en Grecia, estableció un paralelismo entre el desarrollo ontogenético y la organización de los seres vivos. La vinculación entre evolución y desarrollo se origina a partir de la embriología comparada del siglo XIX, con los trabajos de Étienne Geoffroy St.-Hilaire, Johann Friedrich Meckel (Panchen, 2001; Diogo et al., 2017) y especialmente con los estudios de Karl Ernst von Baer y Ernst Haeckel (Brauckmann, 2012; Wikramanayake, 2013; Olsson et al., 2017).

La relación entre ontogenia y filogenia ha sido durante mucho tiempo una pregunta intrigante en la embriología evolutiva y comparada (Arthur, 2002; Cracraft, 2005). La ley biogenética o de la recapitulación, enunciada por Ernst Haeckel (Olsson et al., 2017), admite que la ontogenia sintetiza la filogenia; sin embargo, esta afirmación sensu stricto es evolutiva, no cuantitativa. Haeckel se basó en secuencias de desarrollo y trató la heterocronía como un desorden gradual en la secuencia filogenética original, causada por la adaptación embrionaria (Richardson y Keuck, 2002; Olsson et al., 2017). Aunque la ontogenia y la filogenia tienen conexiones intrincadas, en la actualidad se acepta ampliamente que la embriogénesis no puede ser reducida a una repetición evolutiva elemental (Richardson y Keuck, 2002).

La ley biogenética de Haeckel ha sido revisada, reconociendo que la máxima conservación evolutiva, está asociada con las etapas iniciales del desarrollo. En efecto, estudios moleculares han demostrado intensas restricciones genómicas en esta fase de la embriogénesis, hallazgos que apoyarían la idea que el desarrollo inicial está menos abierto a innovaciones evolutivas (Roux y Robinson-Rechavi, 2008; Comte et al., 2010; Irie y Kuratani, 2011). Este modelo aditivo y progresivo, se conoce como modelo en embudo (Figura 1) (Roux y Robinson-Rechavi, 2008; Comte et al., 2010).

Investigaciones relacionadas con la expresión genética durante el desarrollo, aportarían una nueva perspectiva. En efecto, la reexaminación de las leyes embriológicas de von Baer (en particular, el tercer enunciado) sugiere que las mayores similitudes morfológicas de los embriones en vertebrados sobrevienen en los estadios de faríngula (Kalinka y Tomancak, 2012; Abzhanov, 2013; Holland, 2015; Irie, 2017). Dicho estadio, propio del desarrollo intermedio, se caracteriza por la presencia de órganos como: arcos faríngeos, notocorda y tubo neural. Basados en estas consideraciones se propuso el modelo de reloj de arena (Figura 2) (Duboule, 1994; Raff, 1996).

Este modelo, establece que las máximas divergencias evolutivas son propias de las etapas iniciales y tardías de la embriogénesis, mientras que la fase entre ambas, corresponde a una instancia del desarrollo altamente conservada, designada período filotípico o filotipo (Duboule, 1994; Richardson, 1995; Irmler et al., 2004; Irie y Kuratani, 2014).

Se han propuesto dos hipótesis para fundamentar la conservación evolutiva asociada con el desarrollo embrionario intermedio.

Una de ellas es la colinealidad espacial y temporal del grupo de genes Hox, cuya activación coincide con en la etapa filotípica propuesta en el modelo (Figura 2) (Irie y Kuratani, 2011; Holland, 2013; Casaca et al., 2014; Soshnikova, 2014; Hrycaj y Wellik, 2016; Zhu et al., 2017). Debido a que estos genes están involucrados en la organización del eje antero-posterior, su activación podría ser un rasgo altamente conservado entre los embriones de especies estrechamente relacionadas (Duboule, 1994; Crawford, 2003; Zhu et al., 2017; Pascual-Anaya et al., 2018).

La segunda hipótesis postula la extrema interdependencia de las intrincadas redes de señales inductivas tanto globales como locales durante el período filotípico (Rudolf, 1996; Zhu et al., 2017; Pascual-Anaya et al., 2018). En consecuencia, cualquier alteración en el desarrollo durante esta fase aumentaría el riesgo de mortalidad embrionaria, y por lo tanto, conduciría a fortalecer la conservación evolutiva por eliminación de tales alteraciones.

La secuenciación del transcriptoma embrionario en seis especies de Drosophila (Kalinka et al., 2010), permitió identificar la expresión génica más conservada, asociada con la extensión de la banda germinal, periodo que se considera clásicamente como la etapa filotípica de los insectos (Sander, 1983). Es decir, la expresión de genes que están activos durante la extensión de la banda germinal, es evolutivamente más estable que la de los genes activos en estadios del desarrollo más iniciales, y más tardíos.

Asimismo, el análisis de transcriptomas durante la ontogenia del pez cebra (Danio rerio), indica que en la etapa filotípica se expresa el conjunto de transcriptomas más antiguos, mientras que los grupos génicos evolutivamente recientes, lo hacen durante el desarrollo temprano y tardío; reflejando fielmente el modelo de reloj de arena de la divergencia morfológica (Domazet-Lošo et al., 2007). En adición, datos similares obtenidos en moscas y nematodos, demuestran que este patrón se reproduce a través del reino animal. En efecto, mientras que un transcriptoma antiguo marca la fase filotípica, las diferencias filogenéticas en otras etapas ontogenéticas se correlacionan con la expresión de genes evolutivamente modernos (Domazet-Lošo y Tautz, 2008; Schep y Adryan, 2013; Šestak y Domazet-Lošo, 2015).

Numerosos estudios genómicos han apoyado la etapa filotípica en vertebrados (Kalinka et al., 2010; Irie y Kuratani, 2011; Levin et al., 2012; Wang et al., 2013; Ninova et al., 2014; Zaltsy Yanai 2017; Liu y Robinson-Rechavi, 2018) y en la planta Arabidopsis thaliana (Quint et al., 2012; Drost et al., 2015). Los perfiles temporales de expresión génica en el desarrollo para el ratón (Mus musculus), pollo (Gallus gallus), rana (Xenopus laevis) y pez cebra (D. rerio) revelaron que la expresión génica más conservada se manifiesta en la etapa de faríngula (Irie y Kuratani, 2011; Tena et al., 2014; Martinez-Morales, 2016). Aunque la determinación del estado filotípico a nivel de expresión génica revive algunas consideraciones de larga data entre ontogenia y evolución, no existe una aceptación consensuada del modelo (Irie, 2017; Uchida et al., 2018).

Los modelos embudo y reloj de arena ilustran las fluctuaciones de la presión selectiva en el desarrollo inicial de los vertebrados. A pesar de sus contribuciones, sería relevante descifrar las restricciones evolutivas que determinan el plan corporal básico del embrión en un contexto evo-devo.

Si el modelo de embudo fuera inequívoco, debería ser posible sintetizar el plan corporal de los vertebrados en componentes morfológicos simples, como los observados en los estadios iniciales del desarrollo embrionario. Debido a la dificultad de evaluar cuantitativamente las distancias evolutivas entre embriones de diferentes especies, la identificación de la etapa embrionaria más conservada sigue siendo controvertida (Hall, 1997; Roux y Robinson-Rechavi, 2008; Comte et al., 2010). Por ejemplo, no parece haber acuerdos en la cuantificación de rasgos morfológicos cualitativamente diferentes, como somitas, arcos faríngeos, patrones de segmentación y gastrulación (Hall, 1997; Bininda-Emonds et al., 2003).

Al revisar las comparaciones anatómicas subjetivas de la embriología clásica utilizando genómica cuantitativa, se ha revivido el concepto de la etapa filotípica con objetividad muy necesaria; en resumen, la etapa filotípica ve la expresión del conjunto de genes más antiguos, que se conservan al máximo en todas las especies (Kalinka et al., 2010). Estos resultados enfatizan la idea de que los planes corporales de los animales surgieron utilizando nuevos genes reguladores, y de señalización en los inicios de la vida animal multicelular, y una vez establecidos, han permanecido constantes. Esta recién adquirida legitimidad molecular, sin embargo, no explica qué establece y mantiene el patrón del reloj de arena durante la ontogenia. Aunque se han reportado comparaciones cuantitativas en relación con la expresión de secuencias de genes específicos (Irie y Sehara-Fujisawa, 2007; Roux y Robinson-Rechavi, 2008; Comte et al., 2010), ningún estudio ha tenido éxito en el análisis de la conservación de los perfiles de expresión génica entre diferentes grupos de vertebrados.

Un plan corporal es una organización particular de esbozos anatómicos. La primera especificación embrionaria de estos rudimentos, independientemente unos de otros, podría tomar diferentes caminos evolutivos. No obstante; el ensamblaje de estos elementos en un plan corporal funcional puede requerir una orquestación estrecha, y restringida de la expresión génica, reflejada en la cintura del reloj de arena. Una vez ajustados de manera coherente, los elementos conectados; crean una plataforma evolutiva estable para que un organismo explore nuevas direcciones morfogenéticas dentro del ámbito del plan corporal establecido.

El análisis de transcriptomas y su correlación con estadios embrionarios altamente conservados revive las conexiones causales entre la ontogenia y la filogenia. La biología del desarrollo está regresando a la biología evolutiva, aportando evidencias adicionales que enlazan los procesos del desarrollo y las fuerzas selectivas de la evolución.

El origen del fenómeno epigenético

Es notable que en la literatura biológica actual, el uso de los términos epigénesis y epigenética haya crecido enormemente (Van Speybroeck et al., 2002; Van de Vijver et al., 2002; Costa y Frezza, 2015). Pocos términos científicos son tan polisemánticos como la palabra epigenética. El hecho que la epigénesis tenga una larga historia, no explica por completo la riqueza de los significados asociados con ella (Morange, 2002; Stotz y Griffiths, 2016; Nicoglou y Merlin, 2017).

Partiendo de la filosofía natural de Aristóteles, se muestra que la epigénesis recibió atención alterna desde el siglo XVII en adelante, ya que se introdujo como una expresión propia de la embriología neoclásica, opuesta, a la tradición preformacionista. Mientras que la preformación establecía que el desarrollo embrionario no es más que el despliegue del organismo ya existente, y estructurado en todos sus detalles dentro del esperma o el huevo; la epigénesis sostenía que el embrión se originaba por cambios graduales del cigoto. Aunque ambas tradiciones intentaron explicar la organización del desarrollo, los argumentos religiosos y metafísicos acerca de la concepción de la materia embrionaria, como activos o pasivos, determinaron el alcance de sus respectivas explicaciones.

De Generatione Animalium de Aristóteles puede considerarse uno de los primeros tratados sistemáticos sobre reproducción animal y embriología (Peck, 1943). Aunque el término epigénesis no se menciona ni una vez en la obra del filósofo griego (Goy, 2018), Aristóteles facilitó la conceptualización de la epigénesis: se forman diferentes órganos por una cascada de cambios de una masa indiferenciada, lo que lleva a un todo bien organizado. En otras palabras, a medida que el individuo se desarrolla, su materia continúa “una jerarquía de formas, donde un producto de una generación actúa como la materia para la formación del próximo nivel de organización” (Peck, 1943).

Estas nociones, se han discutido a través de la edad moderna hasta nuestros días dentro de las diversas teorías de la generación, y el estudio del proceso de la embriogénesis. ¿Cómo se desarrollan los seres vivos? ; ¿En qué condiciones y en qué forma?; ¿Cuáles son los mecanismos de diferenciación que subyacen al desarrollo embrionario? A principios del siglo XX, estas preguntas eran el fondo común de la embriología y la nueva ciencia de la genética.

Aunque el debate entre preformación y epigénesis dio lugar a siglos de controversia, me centraré en los estudios de Conrad Hal Waddington y Jacob y Monod (Waddington, 1940; Waddington 1942; Jacob y Monod, 1961; Jacob, 1973). La propia síntesis de Waddington, favoreció el desarrollo de la disciplina biológica de la epigenética, (Van Speybroeck et al., 2002b; Nicoglou y Merlin, 2017) mientras que los hallazgos de Jacob y Monod, permitieron desarrollar el concepto del programa genético (Morange, 2002; Peluffo, 2015).

Waddington utilizó explícitamente el término “epigenética” con una visión holística. En efecto, la ecuación de Waddington (Van Speybroeck et al., 2002b; Nicoglou, 2018), incluyó en su formulación tanto a la genética como a la preformación, alejada de las reducciones “genocentristas”.

Los argumentos que justifican esta nueva forma de percibir el desarrollo inicial, surgieron de las importantes contribuciones de Hans Spemann y su escuela al desarrollo de la embriología causal. En 1924, Hans Spemann y Hilde Mangold demostraron que el labio dorsal del blastoporo de la gástrula temprana de salamandra, transplantado a la zona ventral de un receptor similar, era capaz de coordinar el desarrollo de embriones duplicados, con un alto grado de organización (Spemann y Mangold, 1924).

Waddington observó un fenómeno semejante en aves, y postuló la existencia de un período de “competencia” referido al período de sensibilidad genética, en el cuál, las células son susceptibles para responder a la inducción. Posteriormente, Waddington continuó sus estudios para esclarecer la naturaleza química del inductor mediante esfuerzos infructuosos que solo comenzaron a sugerir resultados en décadas recientes (Slack, 2005; Djabrayan et al., 2012; Deplancke et al., 2013; Charney et al., 2017).

Desde la perspectiva de Waddington, la epigenética, propone el análisis causal del desarrollo mediante el estudio de los procesos, por los cuales, el genotipo genera al fenotipo. El concepto fundamental de Waddington sobre la epigénesis, perfectamente ejemplificado en el modelo del paisaje epigenético, resume la interacción entre el organismo en desarrollo, los genes y el ambiente. Así, quedan representadas las influencias ambientales y la expresión génica, dejando de lado la idea unidireccional del gen y sus productos de expresión.

El paisaje epigenético (Waddington, 1940) describe con carácter metafórico, el desarrollo embrionario, y en él se conjugan sistemas genéticos, interacciones reguladoras (Jablonka y Lamb, 2002) y procesos de “elección” o especificación celular (Slack, 2005).

El paisaje se describe como una superficie inclinada con cimas y valles divergentes,que representarían regiones con altas y bajas concentraciones de marcas epigenéticas (Figura 3). Al tiempo que el desarrollo progresa, las células indiferenciadas descienden por el cauce de los valles, hasta alcanzar un punto de bifurcación. Esta instancia de la embriogénesis, representaría la “elección” o especificación; en un linaje celular u otro, promovida por la participación de moléculas inductoras o genes homeóticos. Finalmente, las células finalizarían su recorrido al pie de las cimas como unidades maduras diferenciadas (Figura 3).

Considerando la inclinación del relieve accidentado, una célula diferenciada es incapaz de volver hacia atrás. En otras palabras, habría adquirido una identidad epigenética celular irreversible. De esta manera, Waddington intentó condensar dos procesos descritos de manera diferente, pero que en su opinión resultaban similares. El primero, es el análisis de la secuencia de reacciones en respuesta a sustancias difusibles, que van desde el gen hasta el fenotipo establecido en el adulto. El segundo, es un sistema de ramificación, donde la presencia o ausencia de genes particulares, proceden a determinar qué camino evolutivo se debe seguir desde un cierto punto de divergencia (Waddington, 1940). No fue hasta el año 1942, cuando Waddington definió explícitamente la epigenética como el estudio de los mecanismos causales por el cual, los genes del genotipo producen efectos fenotípicos (Waddington, 1942). En otros términos, la epigenética es el estudio del epigenotipo; la sucesión de procesos que se ubican entre el genotipo y el fenotipo, y los conecta dinámicamente (Gilbert, 2012; Jablonka y Lamm, 2012; Waddington, 2012). En este contexto, Waddington supuso que este tipo de estudio requería la integración de lo que se puede ver del proceso de desarrollo; los fenotipos, a partir de los cuales los genetistas llegaron a conclusiones sobre los mecanismos de herencia y las unidades hereditarias. Así, la epigenética fue el intento de fusionar la embriología experimental, la genética, el desarrollo y la herencia, para explicar la construcción de los seres vivos en términos de la interacciones inductivas y genes (Wu y Morris, 2001; Waddington, 2012; Costa y Frezza, 2015; Nicoglou, 2018).

El modelo de Waddington sugeriría que la diferenciación celular es un proceso biológico estático, sin embargo, los mecanismos epigenéticos que se dan en una célula son altamente dinámicos y reversibles. El principio de la irreversibilidad quedó en entredicho cuando núcleos procedentes de células intestinales de un ejemplar adulto de Xenopus laevis fueron trasplantados en ovocitos enucleados de la misma especie (Gurdon et al., 1958). Los resultados de Gurdon demostraron que el núcleo de una célula somática diferenciada, conservaba un carácter pluripotente, y era capaz de generar un organismo completo. No fue hasta 30 años después, en 1996, que se clonó el primer mamífero, la famosa oveja Dolly, (Campbell et al., 1996) y con ello se establecieron los fundamentos teóricos y procedimentales para clonar otros mamíferos como ratones, perros y búfalos (Wakayama et al., 1998; Kim et al., 2017; Lu et al., 2018).

En el año 2002, se demostró la generación de blastocitos de ratón y de células madre embrionarias derivadas del núcleo de linfocitos B y T. A partir de dichos blastocitos fue posible generar ratones que presentaban inmunoglobulinas o reorganización del receptor de células T en todos sus tejidos (Hochedlinger y Jaenisch, 2002). Este hallazgo, demostraba de manera inequívoca, que las células madre generadas, provenían exclusivamente de la célula somática utilizada y no de una posible población celular “contaminante” con características pluripotentes en las células donantes. Las investigaciones con heterocariones, resultado de la fusión entre células madre embrionarias y células somáticas, han representado un abordaje experimental que también ha contribuido en el concepto de la plasticidad celular (Jaenisch et al., 2005; Niemann et al., 2008; Patel y Hobert, 2017).

A principios de la década de 1960, François Jacob y Jacques Monod propusieron el modelo del operón; el primer modelo molecular de regulación de la actividad genética (Jacob y Monod, 1961). En armonía con el modelo, mecanismos análogos, revelarían las variaciones de la actividad génica exhibidas durante la diferenciación celular y el desarrollo embrionario (Buc, 2016). El modelo del operón tenía dos puntos de partida. El primero fue el estudio de la lisogenia; la capacidad de un fago para permanecer en silencio como un “profago” en el cromosoma bacteriano, o para abandonar el cromosoma; replicarse y lisar la bacteria. El segundo fue el estudio de las enzimas “inducibles” (Judson, 1996). Después de una bienvenida entusiasta, surgieron importantes oposiciones. En efecto, para muchos embriólogos, las variaciones en la actividad de los genes durante el desarrollo embrionario son universales, afectando a cientos o miles de células simultáneamente. Aunque el modelo del operón podría explicar variaciones en la actividad genética en las etapas avanzadas de la diferenciación celular, otros mecanismos más globales; como las modificaciones epigenéticas, deberían ser responsables del mismo fenómeno en las primeras fases del desarrollo.

No estoy interesado en el modelo del operón per se, sino; en las preguntas que se hicieron en ese momento, el tipo de mecanismos que se buscaron y la naturaleza de los modelos que se proporcionaron.

Existe un vínculo indirecto y antagónico entre el modelo del operón y la epigenética. En la conclusión del artículo publicado en Journal of Molecular Biology presentando el modelo del operón (Jacob y Monod, 1961; Jacob, 1973), los autores utilizaron por primera vez el término programa genético. La noción de un programa genético, y en particular de un programa genético propio del desarrollo embrionario, fue severamente criticada. Para Jacob, el concepto de programa, era una solución a la contradicción entre preformación y epigénesis, y una forma de responder a las críticas hacia la genética, incluidas las planteadas inicialmente por Thomas Hunt Morgan (Allen, 1978). Como lo expresó Jacob, “hoy la biología ha terminado el viejo debate entre epigénesis y preformación al introducir el concepto de programa de desarrollo” (Jacob, 1973). Desde este punto de vista, el óvulo fertilizado no contiene una descripción completa del organismo futuro, como lo suponen los preformacionistas, sino más bien las instrucciones codificadas requeridas para producir sus estructuras moleculares y ponerlas en funcionamiento en el tiempo y el espacio. Dado que la palabra epigenética fue acuñada por Waddington como un derivado del concepto de epigénesis, tal como la propusieron Haeckel y von Baer, la noción de programa genético puede verse como la solución de los genetistas a las preguntas de Waddington sobre los mecanismos de acción de los genes durante el desarrollo.

Así, el rol de las modificaciones epigenéticas, y la estructura de la cromatina en el control de la expresión génica durante la diferenciación celular y el desarrollo, comenzaron a ser investigados como reacción antagónica al modelo del operón y a la noción de programa genético. Los modelos epigenéticos vinculados con la diferenciación se crearon para comprender los mecanismos moleculares que regulan estos procesos (Morange, 1997). Esta breve descripción histórica plantea dos preguntas interrelacionadas ¿La investigación que subyace al modelo del operón está relacionada con fenómenos claramente epigenéticos?¿Por qué los fenómenos epigenéticos que actualmente son ampliamente estudiados fueron considerados una alternativa al modelo del operón? (Morange, 2002). El modelo de operón fue elaborado para responder a una pregunta que había sido fundamental para la epigenética: cómo pueden las células (ya sean células bacterianas o eucariotas) expresar diferentes conjuntos de estos genes, dependiendo del ambiente o de las condiciones externas, adquiriendo así diferentes propiedades estables. Pero el modelo del operón, con todos sus componentes, incluida la teoría alostérica, y la noción de programa genético; no fue considerado una respuesta satisfactoria por muchos biólogos y la mayoría de los embriólogos. La razón se puede encontrar en los escritos de Waddington a finales de la década de 1960, que recibió con beneplácito el modelo de batería de genes de Britten y Davidson (1969). Este modelo explica el mecanismo que regula la expresión génica en los eucariotas, basado en la interacción física entre los productos de los genes reguladores y sus secuencias diana en los genes regulados. El modelo de Britten-Davidson aportaba por primera vez, firmes evidencias vinculadas a las principales modificaciones en la expresión de los genes durante la diferenciación celular y el desarrollo (Uller et al., 2018). Ambos fenómenos son rasgos característicos de los organismos complejos, y no pueden explicarse mediante los mecanismos descritos para procariotas; organismos que carecen de una imbricada complejidad celular y tisular. Por lo tanto, desde la óptica ontogenética, parecía imposible para la mayoría de los embriólogos explicar la diferenciación y el desarrollo con el modelo del operón.

La idea de un programa genético, fue una extensión indebida de este mecanismo de reproducción de constituyentes macromoleculares para todo el organismo. Esto deja mucho espacio para la epigenética; la posibilidad de que el medio ambiente modifique las características de los organismos vivos, y que estos cambios se transmitan a lo largo de generaciones. ¿La epigenética representa el futuro de la biología? ¿Son sus éxitos actuales las señales de advertencia de una próxima revolución en el conocimiento de la vida, y la entrada de la biología en una nueva era de su desarrollo? (Morange, 2005; Gayon et al., 2015). La posibilidad de que los seres vivos sean alterados por el medio ambiente, y que estos cambios se transmitan durante la reproducción, no implica un retorno al Lamarckismo con la idea de que el motor de la evolución está en la capacidad interna de los organismos para adaptarse a su entorno. La herencia epigenética, como se la conoce hoy en día, afecta solo el nivel de expresión de los componentes macromoleculares y no su estructura. Una gran parte de la reproducción de las estructuras macromoleculares y la regulación de su expresión, escapan y siempre escaparán de la epigenética: la epigenética nunca reemplazará la genética. La idea recurrente referida a la insuficiente información incluida en los genes para explicar la variabilidad en la reproducción de los seres vivos, es correcta, pero no implica que haya que buscar otro mecanismo igualmente sofisticado, para llenar este vacío.

Establecer reglas para los mecanismos epigenéticos es, sin duda, también un error. Aun, cuando los datos disponibles muestran la diversidad de los mecanismos epigenéticos involucrados, lo que se ha optimizado, es la reproducción de las características de un organismo, no el camino que conduce a él (Jablonka y Lamb, 2002; Morange, 2005).

Las otras letras del código genético

El nacimiento de un individuo plenamente formado, con tejidos y órganos funcionalmente diferentes, es uno de los mayores interrogantes en la biología del desarrollo. En parte, la solución de dicho enigma reside en el genoma del embrión, heredado de sus progenitores como ADN cromosómico. A pesar que todas las células de un organismo poseen idéntica información genética, existe una amplia diversidad celular que compone tejidos y órganos. Aunque todas las células comparten una fracción común del genoma para llevar a cabo funciones habituales como el anabolismo, catabolismo o reproducción; cada tipo celular emplea además, una parte genómica específica para realizar tareas concretas. De esta manera, en una célula epitelial se activan genes; silenciados en las células musculares, y viceversa.

La elaboración del primer borrador de la secuencia del genoma humano (Venter et al., 2001; International Human Genome Sequencing Consortium, 2001), inició una nueva era en la investigación genómica que influyó notablemente a la biología, la medicina y la sociedad (Green et al., 2015). Sin embargo, los resultados han permitido interpretar, que aproximadamente el 1,5 por ciento del ADN secuenciado, corresponde a genes que codifican proteínas con función específica: estructural, enzimática, hormonal o inmunitaria. Conjuntamente con las incógnitas que planteaba la excesiva proporción de ADN falto de valor aparente, surgieron interrogantes relacionados a los mecanismos asociados con la utilización y el control de la información del genoma y su regulación.

En septiembre de 2003, el Instituto Nacional de Investigación del Genoma Humano de Estados Unidos (NHGRI) lanza el proyecto ENCODE (Enciclopedia de los elementos del ADN), cuyo objetivo fue descifrar el 98,5 por ciento del genoma cuya función se desconocía. El proyecto piloto, estableció protocolos para ampliar la cobertura del genoma, produciendo cuantía de datos como: genes codificantes de proteínas, unidades de transcripción, sitios de unión de proteínas, elementos de ADN conservados, características del ensamblaje y modificación de la cromatina y polimorfismos de un solo nucleótido (Birney, 2012; Ecker et al., 2012; Qu y Fang, 2013).  Uno de los hallazgos más notable de este proyecto, ha revelado que la gran proporción del genoma humano falto de genes, considerado “basura” evolutiva, incluye un amplio repertorio de elementos reguladores del genoma (The ENCODE Project Consortium, 2007; King et al., 2007; Diehl y Boyle, 2016; Davis et al., 2018). Proyectos similares a ENCODE se han extendido al estudio del genoma en otros vertebrados y procariotas (Furlong, 2005; Meysman et al., 2013; Martinez-Morales, 2016; Tan et al., 2016; Martínez-Carranza et al., 2018; Yan y Hu, 2018).

En virtud de los ciclos de activación y desactivación génica durante el desarrollo embrionario, sería pertinente considerar si la existencia de un programa de desarrollo basado inequívocamente en los genes, explicaría la potencialidad de las células embrionarias para expresar la diversidad celular característica del adulto.

Establecidas las secuencias del genoma, la comprensión del control epigenético es el siguiente nivel para descifrar cómo la misma secuencia de ADN expresa diferencialmente la diversidad de linajes celulares y órganos.

Utilizado originalmente por Conrad Waddington para describir las interacciones entre los genes y su entorno (Waddington, 1942; Nicoglou, 2018), el término epigenética se utiliza en la actualidad para especificar los cambios hereditarios en la expresión génica que son independientes de la secuencia de nucleótidos. La epigenética puede definirse libremente como una situación en el que la misma secuencia de ADN se trata de manera diferente, y este tratamiento variable puede tener lugar a nivel de individuo, órgano, linaje celular o estado de diferenciación.

No cabe duda que la regulación epigenética es sustancial para descifrar la complejidad biológica de los seres vivos. A la par, desde la perspectiva evo-devo es inequívoco que la intrincada red de control epigenético se multiplica proporcionalmente con el tamaño del genoma (Mager y Bartolomei, 2005).

La metilación del ADN es una de las alteraciones epigenéticas ampliamente estudiada y es considerada como un mecanismo regulador muy conservado (Latham et al., 2008; Sakaue et al., 2010; Jones, 2012; Schübeler, 2015). En efecto, la metilación de la citosina en los dinucleótidos CpG (citosina y guanina separadas por un grupo fosfato; p) toma parte como un prevalente modificador epigenético involucrado en la regulación génica, el desarrollo y la carcinogénesis (Klose y Bird, 2006; Schneider et al., 2016; Greenfield et al.,2018; Yamashita et al.,2018).

El hallazgo de la metilación del ADN surgió mientras se investigaban las interacciones entre enzimas y ADN en bacterias (Arber y Dussoix, 1962). En los años setenta ya se había observado que las enzimas de restricción o endonucleasas de restricción, reconocían de forma específica secuencias cortas de bases del ADN y lo cortaban por esos sitios (Roberts, 1976; Brooks, 1987). Estas enzimas pueden discriminar secuencias de nucleótidos alterados, ya que sólo son capaces de escindir los enlaces fosfodiéster entre bases no modificadas. Una de las alteraciones más comunes que afecta la actividad enzimática de las endonucleasas; es la metilación de la adenina y del carbono 5 de la citosina, con la subsecuente producción de 5-metilcitosina (5mC) (Nelson et al., 1984; Kessler et al., 1985; Kessler y Höltke, 1986; Kessler y Manta, 1990; Cheng, 1995). En los tejidos adultos de mamíferos, los residuos de citosina se metilan a niveles entre 3,5 y 4,5 por ciento, dependiendo del tipo celular (Globisch et al., 2010; Münzel et al., 2010).

El hallazgo que la 5mC afecta severamente la interacción entre proteínas y ADN, demostró su función inhibitoria en la expresión génica. Existen abundantes evidencias que demuestran que la metilación de grupos CpG o islas CpG (regiones del ADN con gran concentración de pares citosina-guanina) dentro de los promotores genéticos o en regiones próximas a él, pueden silenciar la expresión génica, bloqueando la unión de los activadores transcripcionales o estimulando la unión de inhibidores (Bird, 2002; Jaenisch y Bird, 2003; Hudson y Buck-Koehntop, 2018).

En el genoma, la mayoría de los sitios CpG están metilados, a excepción de las islas CpG, donde se localizan aproximadamente el 70 por ciento de los promotores de los genes (Sandelin et al., 2007). Mientras la metilación del ADN, representa de manera inherente, una alteración aparentemente pequeña en la firma molecular del genoma, la alteración epigenética desempeña un papel importante en la regulación de una serie de procesos celulares; tanto en condiciones normales como patológicas. En las primeras etapas de la embriogénesis, la metilación del ADN es esencial para regular la impronta genómica, la inactivación del cromosoma X y la diferenciación celular (Bartolomei y Fergurson-Smith, 2011; Bebbere et al., 2018).

Perturbaciones en la regulación de los patrones de metilación del ADN se ha vinculado con diversas enfermedades del desarrollo neurológico, incluyendo el síndrome de Rett, X frágil e inmunodeficiencia, síndrome de inestabilidad centromérica y anomalías faciales (Robertson y Wolffe, 2000; Robertson, 2005; Christopher et al., 2017).

En las células somáticas adultas de ratón, la metilación del ADN se produce normalmente en un contexto dinucleótido CpG. Aunque la metilación del ADN se produce principalmente en los sitios palindrómicos CpG en ambas cadenas de ADN, la metilación asimétrica en los sitios: CpA, CpT, y CpC, también ha sido comunicado (Jeong y Goodell, 2014; He y Ecker, 2015; Schübeler, 2015).

Se ha observado, que la metilación que no involucra los sitios CpG, es frecuente en las células madre embrionarias (Dodge et al., 2002; Haines et al., 2001; Lister et al., 2009), durante el desarrollo neural (Lister et al., 2013) y en las células progenitoras hematopoyéticas, particularmente en las secuencias CpApC (Kulis et al., 2015). La identificación de las alteraciones en la metilación de las islas CpG está dilucidando, cada vez más, los procesos vinculados con la diferenciación de los tejidos normales y el desarrollo de enfermedades complejas como el cáncer (Jones y Takai, 2001; Horvath, 2013; Greenfield et al.,2018; Yamashita et al.,2018).

La metilación del ADN es un proceso enzimático y termodinámico en extremo organizado. El origen y estabilidad de los patrones de metilación y demetilación en la división celular es el resultado de la actividad enzimática de las DNMT (ADN metiltransferasa) que intervienen en procesos de metilación de mantenimiento y de novo respectivamente (Bestor, 2000; Jurkowska y Jeltsch, 2016; Gowher y Jeltsch, 2018). 

Al duplicarse el ADN metilado en ambos dinucleótidos complementarios CpG/GpC, se produce un patrón de metilación semiconservativo. Por acción de la DNMT, se restituye el patrón de metilación original en las dos moléculas de ADN hemimetilados.

Los patrones de metilación locales y globales en el genoma de los vertebrados se establecen principalmente por una familia de ADN metiltransferasas: DNMT1, DNMT3A y DNMT3B. En particular, la DNMT1 participa en el mantenimiento del patrón de metilación preexistente. En efecto, se ha observado que esta DNMT posee una preferencia entre 5 a 30 veces mayor por sustratos hemimetilados, hecho que ha permitido asociarla con el mantenimiento de los patrones de metilación (Araujo et al., 1988; Fu et al., 2014; Patil et al., 2014). Esta enzima se expresa en los tejidos somáticos, y su principal actividad se aprecia durante la replicación del ADN, interactuando con la PCNA (antígeno nuclear de células en proliferación, sintetizada al inicio de la fase G₁ y en el período S del ciclo celular), proteína que permite el anclaje de la ADN polimerasa a la horquilla de replicación (Chuang et al., 1997;  Hishiki et al.,2009; De March et al., 2017).

Por otra parte, se ha demostrado que las metiltransferasas DNMT3A y DNMT3B carecen de preferencias por sitios hemimetilados y participan activamente en la generación de novo de los patrones de metilación del ADN durante el desarrollo de las células germinales y en la fase embrionaria temprana (Hsieh, 1999; Bestor, 2000). A diferencia de DNMT1; DNMT3A y DNMT3B catalizan la metilación en sitios no-CpG.

Recientemente, se ha descubierto un mecanismo regulador novedoso en las DNMT; los últimos datos estructurales y funcionales, manifiestan que la actividad catalítica de las tres enzimas se encuentran bajo un control alostérico estricto de sus dominios N-terminales con funciones autoinhibitorias (Jeltsch y Jurkowska, 2014; Jeltsch y Jurkowska, 2016).

Este mecanismo ofrece numerosas posibilidades para la regulación precisa de las DNMT mediante el control de la unión y la liberación de los dominios autoinhibitorios mediante factores proteicos, ARN no codificantes o mediante modificaciones postraduccionales de las DNMT (Jeltsch y Jurkowska, 2016; Rajavelu et al., 2018).

La metilación del ADN puede afectar a la transcripción de genes de dos maneras (Razin y Cedar, 1991; Kass et al., 1997a; Rottach et al., 2009). Por una parte, la metilación impide la unión de proteínas transcripcionales al gen (Kass et al., 1997b; Choy et al., 2010; Morgan y Marioni, 2018) mediante la introducción de perturbaciones locales en la estructura del ADN, así como la exposición de un borde hidrofóbico en el surco mayor del ADN (Lazarovici et al., 2013; Dantas Machado et al., 2014). Estas alteraciones combinadas, afectan la afinidad de los factores de transcripción a los sitios de reconocimiento, que conlleva a la inhibición transcripcional (Iguchi-Ariaga y Schaffner, 1989; Gaston y Fried, 1995). Alternativamente, estas modificaciones pueden facilitar el reclutamiento de proteínas que tienen selectividad preferencial por los sitios CpG metilados, denominadas MBD (proteínas con dominio de unión a metil-CpG) (Hendrich y Bird, 1998; Hendrich et al., 1999; Jiang et al., 2002; Seiler et al., 2018). Hay evidencias que sugieren que las MBD reclutan proteínas adicionales al locus, como las histonas desacetilasas y otras proteínas de remodelación de la cromatina que pueden modificar las histonas (Zwijnenburg et al., 2010; Lyu et al., 2018), promoviendo la formación de heterocromatina (Yoon et al., 2003).

En virtud de esta capacidad, la función intermediaria de las MBD es esencial en la regulación génica. Existe un interés significativo en discernir cómo estas proteínas, seleccionan e interpretan las señales de metilación del ADN, y en su potencial aplicación como nuevas dianas terapéuticas. De hecho, se ha demostrado que el agotamiento de MBD en células cancerosas puede reactivar la actividad transcripcional de promotores reprimidos, sin alterar el estado de metilación (Fukushige et al., 2008; Lopes et al., 2008). Esto implica, que la metilación del ADN sería necesaria, pero no suficiente, para provocar el silenciamiento del gen.

En los mamíferos, el patrón de la metilación del ADN no se establece solo por las DNMT, sino también, por reacciones de demetilación pasiva y activa (Jeltsch, 2002). La demetilación pasiva se produce, cuando una segunda ronda de replicación de ADN se lleva a cabo antes de que se haya completado la metilación de mantenimiento. En este caso, una de las hebras hijas se halla hemimetilada y la cadena complementaria, demetilada. Por lo tanto, la demetilación pasiva es un proceso lento que requiere aproximadamente 5 ciclos de replicación para reducir el nivel de metilación a menos del 5 por ciento (Wolffe et al., 1999; Loenen, 2006). En contraste, la demetilación activa del ADN puede involucrar una o varias vías enzimáticas (Zhu, 2009; Guo et al., 2014) que incluyen: reparación directa por escisión de base (BER) de 5mC mediante ADN glicosilasas, procesos combinados de desaminación y reparación del ADN mediante acciones concertadas de citosina desaminasas y timina ADN glicosilasa (TDG) y dioxigenasas de translocación diez once (TET) (Kohli y Zhang, 2013; Wu y Zhang, 2014). Esta familia de ADN dioxigenasas puede oxidar 5mC en 5-hidroximetilcitosina (5hmC), 5-formilcitosina (5fC) y 5-carboxilcitosina (5caC) con la subsecuente eliminación de 5fC y 5caC mediante la TDG.

Las enzimas TET se expresan principalmente en el desarrollo temprano y en células de la línea germinal, pero también están presentes en etapas más tardías del desarrollo, lo que indica que la demetilación del ADN es permanente, y debe ser contrarrestada por la actividad de metilación de las DNMT. La demetilación activa agrega otra herramienta poderosa a la regulación de la metilación del ADN, apoyando la idea que el efecto de regulación de las demetilasas es igualmente importante en el establecimiento, y mantenimiento de los patrones de metilación del ADN. Existe una evidencia creciente vinculada con la dinámica de metilación en loci específicos (Métivier et al., 2008; Stevenson y Prendergast, 2013; Jeltsch y Jurkowska, 2014) y se ha propuesto que la hidroximetilación del ADN mediante las  TET perservaría las islas CpG en estado no metilado al contrarrestar la metilación estocástica del ADN (Williams et al.,  2011; Jeltsch y Jurkowska, 2014).

Recientemente, se ha demostrado que las DNMT3A y DNMT3B podrían funcionar como ADN deshidroximetilasas en condiciones oxidativas en ausencia del co-sustrato S-adenosilmetionina (SAM) (Chen et al., 2012; Liutkeviciute et al., 2014). Más interesante aún, las DNMT en células de humanos y ratón, cultivadas in vitro, podrían actuar como ADN demetilasas mediante la eliminación directa del grupo metilo de 5mC en condiciones no reductoras y en presencia de ión Ca^{2 +} (Chen et al., 2013; Chatterjee et al., 2018). 

La regulación epigenética, se representa comúnmente como un proceso jerárquicamente organizado, desde modificaciones químicas en las bases del ADN, cambios postraduccionales de las histonas e incorporación de variantes de histonas específicas a la topología nuclear global (Ng et al., 2002; Murr, 2010; Tikhodeyev, 2018). Si bien, los datos emergentes sugieren que los procesos epigenéticos individuales están profundamente interconectados, tal estructura representa un esquema organizativo conveniente para discutir los avances clave (Allis y Jenuwein, 2016; Soshnev et al., 2018).

En el núcleo de una célula, el genoma eucariota está condensado en estructuras de orden superior o cromatina. La unidad fundamental de repetición de la cromatina es el nucleosoma; pequeñas unidades de geometría discoidal compuestas por histonas y ADN (Arents et al., 1991; Khorasanizadeh, 2004). De acuerdo a las propiedades funcionales, y estructurales que las histonas desempeñan en el nucleosoma, podemos distinguir: histonas del cuerpo central o core y las de enlace o linkers. A la primera pertenecen las familias H2A, H2B, H3 y H4, agrupadas en octámeros formados por dos copias de cada familia (Kornberg y Lorch, 1999).  La histona H1 completa el nucleosoma, y permite la condensación de esta unidad fundamental que son visibles como cromosomas durante la metafase de la división celular. Gracias a la espectrometría de masas, y al uso de anticuerpos específicos, se han descrito al menos ocho modificaciones diferentes de histonas localizadas en más de 60 aminoácidos distintos. Estas modificaciones son dinámicas y reversibles, subordinadas a las condiciones de señalización dentro de la célula (Kouzarides, 2007; Tyler, 2016; Talbert y Henikoff, 2017).

Aunque la estructura cristalina del nucleosoma ha proporcionado información sobre las interacciones que controlan su estructura (Battistini et al., 2010; Ohno et al., 2018), poco se conoce sobre cómo se establecen y mantienen los dominios funcionales de la cromatina (Kuznetsova y Sheval, 2016; Blossey y Schiessel, 2018). La organización precisa de la cromatina es crítica para muchos procesos celulares como: la transcripción, replicación, reparación, recombinación y segregación cromosómica (Talbert y Henikoff, 2017).

La estructura del núcleo de las histonas es esencialmente un dominio globular (Lugery Richmond, 1998), solo el extremo amino, altamente conservado, se presenta como cadenas flexibles en la superficie del nucleosoma; dianas de modificaciones epigenéticas (Spotswood y Turner, 2002; Clayton et al., 2006; Horikoshi, 2013). En efecto, los cambios dinámicos en la estructura de la cromatina están influenciados directamente por modificaciones post-traduccionales en aminoácidos específicos de estas colas (Luger y Richmond, 1998; Cosgrove y Wolberger, 2005; Koyama y Kurumizaka, 2017).

Tales modificaciones incluyen la acetilación de residuos específicos de lisina por histona acetiltransferasas (HAT), la metilación de la lisina y residuos de arginina por histona metiltransferasas (HMT), y la fosforilación de grupos serina específicos por histona quinasas (HK ) (Crichton et al., 2014; Ziegler-Birling et al., 2016; Völker-Albert et al., 2018).

Estas modificaciones covalentes (Figura 4), pueden alterar la interacción de la cola de las histonas con el ADN o con proteínas asociadas a la cromatina, necesarias para la regulación transcripcional, la condensación de la cromatina, y el ensamblaje de la mitosis (Rea et al., 2000; Strahl y Allis, 2000; Turner, 2000; Verdone et al., 2005). Otras modificaciones de histonas (Figura 4) incluyen la unión de ubiquitina (Ub), pequeños modificadores de tipo ubiquitina (SUMO) y unidades de poli ADP-ribosa polimerasa (PARP). Además, las enzimas responsables de la escisión de marcadores epigenéticos modificadores de las histonas, como las histonas desacetilasas. (HDAC), histonas fosfatasas (PP), hidrolasas de ubiquitina (Ubps) y poli ADP-ribosa glicohidrolasas (PARG), también han sido identificadas. (Cheung et al., 2000; Smith y Shilatifard, 2010; Hai y Christianson, 2016).

Particularmente, en la histona H3, se demostró que sus modificaciones postraduccionales están estrechamente relacionados con eventos celulares fundamentales como la activación y represión de la transcripción (Grunstein, 1997; Fukuda et al., 2006; Pan et al., 2018). En general, la acetilación de la lisina 14 en la histona H3 (H3-K14), fosforilación de la serina 10 (H3-S10) y la metilación de la lisina 4 en la histona H3 (H3-K4) inducen la activación de la transcripción. Por el contrario, la represión de ciertos genes está vinculada a la deacetilación de H3-K14 y la metilación de H3-K9 (Chen et al., 1999; Schreiber y Bernstein, 2002; Manning y Manning, 2018). En muchos casos, estas modificaciones se afectan mutuamente para generar patrones específicos de regulación.

De estas observaciones surgió la hipótesis del código de histonas. Así, las modificaciones de los extremos N-terminales afectarían de forma específica las interacciones con otras proteínas asociadas a la cromatina, a la vez  vinculadas con el control del ciclo celular, la replicación y reparación del ADN (Strahl y Allis, 2000; Nakayama et al., 2001; du Preez y Patterton, 2013; Prakash y Fournier, 2018).

Aun, cuando las histonas cumplen con los requisitos estructurales del ADN, elucidar la lectura y escritura del código de histonas es un importante punto de partida para comprender los fenómenos que estructuran la diferenciación celular en estados normales y alterados.

Existen dos mecanismos generales, a través de los cuales; las modificaciones de histonas se traducen en una función celular determinada. Por una parte, la eliminación o relajación de las uniones entre histonas y ADN promueve el estado de lasitud característico de la eucromatina (Figura 5). En contraste, otro mecanismo, relacionado con esta modificación de la cromatina, recluta proteínas no histónicas a la molécula de ADN.

Las proteínas no histónicas se unen a estas modificaciones mediante dominios específicos. La metilación de las histonas puede ser reconocida por cromo-dominios, por dominios PHD (plant homeodomain); dominios Tudor y dominios MBT (malignant-brain-tumor). Así, la acetilación de histonas es reconocida por bromo-dominios y la fosforilación es reconocida por dominios de la familia de proteínas 14-3-3 (Margueron et al., 2005; Pray-Grant et al., 2005; Kim et al., 2006; Matthews et al., 2007; Morinière et al., 2009; Biswas y Rao, 2018).

La acetilación de las histonas, es una de las modificaciones epigenéticas que tiene lugar en los grupos amino de residuos de lisina (Gallinari et al., 2007; Voss y Thomas, 2018) y está involucrada en el control transcripcional y en la reparación del ADN (Zhao et al., 2008; Xu et al., 2009; Wang y Higgins, 2013; Kelly et al., 2018). Por el contrario, la deacetilación está asociada con la condición compacta de la cromatina y el silenciamiento transcripcional. En las células eucariotas la mayor parte del genoma está conformado por cromatina inactiva cuyas histonas exhiben hipoacetilación.

La acetilación de la lisina, tiene efectos sobre la cromatina en diferentes grados. Por una parte, la acetilación neutraliza la carga positiva del grupo amino de la lisina, hecho que debilita las interacciones entre histona y ADN, aumentando en consecuencia, la accesibilidad de factores de transcripción y otras proteínas al ADN nucleosómico (Koprinarova et al., 2016; Benton et al., 2017). Asimismo, la acetilación es reconocida por proteínas portadoras de un dominio específico, el bromo-dominio (Ruthenburg et al., 2007; Berndsen y Denu, 2008; Wapenaar y Dekker, 2016). Estas proteínas pueden ser factores de transcripción o proteínas ATP dependiente, asociadas con el remodelaje de la cromatina. En la mayoría de las metazoarios, los principales residuos donde se produce la acetilación corresponden a las lisinas H3-K9, K14, K18 y K23 y las lisinas H4-K5, K8, K12 y K16 espectivamente (Wapenaar y Dekker, 2016; Pelletier et al., 2017). La acetilación de las histonas H3 y H4 posee funciones diferentes. Mientras que la acetilación de la H3 estaría implicada en la regulación de la expresión génica, la acetilación de la histona H4 depende del estadio del ciclo celular. Así, se ha observado que la acetilación de H4 es más abundante en fase S, hecho que vincula a esta proteína con la  incorporación de histonas al ADN recién replicado, y con la organización de la cromatina (Howe et al., 2001; Agricola et al., 2006; Kurat et al., 2014). Tales hallazgos, coinciden con los análisis que señalan que la histona H3 posee mayor densidad en el número de modificaciones post-traduccionales,y de variantes de histonas que la H4 (Margueron et al., 2005; Weaver et al., 2018).

La H4–K16 es el residuo con más frecuencia de acetilación (40 a 60 por ciento) en las células de mamífero; tal modificación está ligada a un estado transcripcional activo (Scher et al., 2007) y es el primero de los 4 residuos de lisina de la cola N terminal de H4 en ser acetilado, seguido de la K12 y K5/K8. La acetilación de H4–K16 (AcH4–K16) está implicada en la regulación de la topología del ADN (Chiani et al., 2006; Crampton et al., 2008; Thurtle-Schmidt et al., 2016) y en la inhibición del empaquetamiento de los nucleosomas o fibra de 30 nm (Shogren-Knaak et al., 2006; Li y Zhu, 2015). La acetilación de la K16H4 está comprometida con el estado laxo y activo de la cromatina y con la acetilación de K12H4, K9H3, K11H2B, K16H2B y 3meK4H3 (Kurdistani et al., 2004; Pham et al., 2007; Cui y Shi, 2016). Debido a la facultad de relajar las uniones entre histona y ADN, la acetilación de K16H4 también se ha asociado a la reparación del ADN, ya que facilita la unión al ADN de las proteínas de reparación (Gupta et al., 2005; Yu et al., 2005; Udayakumar et al., 2015). La acetilación de las histonas es un proceso reversible y altamente dinámico mediado por dos clases de enzimas con actividades opuestas, las acetiltransferasas de histonas (HATs) y las deacetilasas de histonas (HDACs) (Gray y Ekström, 2001; Zhang et al., 2017; Neureiter y Kiesslich, 2018), particularmente características por el alto grado de conservación evolutivo de insectos a humanos (Grozinger y Schreiber, 2002).

Existen diferentes mecanismos de regulación de la expresión génica promocionados por las HDACs. En primer lugar, la deacetilación intensifica las interacciones iónicas entre histonas y ADN, produciendo una estructura de la cromatina más compacta inaccesible a la maquinaria de transcripción. De la misma manera, las HDACs participan activamente en la regulación génica mediante la interacción directa con factores de transcripción (Konstantinopoulos et al., 2007; Zhang et al., 2017; Neureiter y Kiesslich, 2018) o por actividad catalítica sobre sustratos no histónicos comprometidos con funciones de homeostasis, diferenciación y apoptosis (Robertson et al., 2000; Minucci y Pelicci, 2006; Halsall y Turner, 2016).

Una de las interacciones mejor conocidas entre HDACs y proteínas no histónicas es la interacción de HDACs y ADN metilado mediante proteínas con un dominio de unión metil-CpG (MBD). Las proteínas MBD reclutan complejos que implican HDACs a promotores hipermetilados como mecanismo de represión génica (Jones et al., 1998; Huang et al., 2011; Zhang et al., 2017). Las HDACs, también pueden interactuar con otras proteínas modificadoras epigenéticas, tales como metiltransferasas del ADN. Se ha observado que células tumorales deficientes en DNMT1 tienen incrementados los niveles de H3 acetilada y disminuidos los de H3 metilada. Estos cambios se asocian con una pérdida de interacción de HDACs y proteína de heterocromatina 1 (HP1) con la histona H3 (Espada et al., 2004; Zhang y Xu, 2017; Hervouet et al., 2018).

Otro evento epigenético asociado a la modificación de las histonas es la metilación de esta familia de proteínas (Figura 4). Numerosas histona metiltransferasas (HMT) han sido identificadas, y las interacciones con histonas específicas han sido asimismo caracterizadas (Kouzarides, 2002; Sims et al., 2003; Zhang et al., 2012). La metilación tiene lugar en residuos de lisina que pueden ser mono, di o trimetiladas, y mono o dimetiladas en los residuos de arginina. La histona H3 exhibe la mayor tasa de metilación y se lleva a cabo en K4, K9, K27, K36, K79 y en la histona H4 en K20. En adición, la metilación de la arginina tiene lugar dentro de las colas de histona H3 en R2, R8, R17, R26 e histona H4 en R3 (Lu et al., 2009; Cruz et al., 2018).

A diferencia de la acetilación y la fosforilación, la metilación no altera la carga global de las colas de histonas, lo que podría convertirla en un modificador epigenético de larga duración, ligada a la conformación de la cromatina (Jenuwein y Allis, 2001; Vaissière et al., 2008; Wang et al., 2018). Sin embargo, con el aumento de la metilación se eleva la basicidad, hidrofobicidad y una marcada influencia en la afinidad por moléculas aniónicas como el ADN (Baxter y Byvoet, 1975). Las HMT muestran una notable especificidad para un determinado residuo de una histona en particular, y las numerosas evidencias sugieren que esto podría tener un significado funcional en la transcripción (Hampsey y Reinberg, 2003; Turner, 2003; Mellor, 2008; Workman, 2016). La metilación de las histonas (Figura 4) está relacionada con: los procesos de regulación de la transcripción génica, respuesta al daño genético y la formación de heterocromatina. Similar a la acetilación, la metilación de las histonas modula la interacción entre el ADN y las proteínas asociadas con la cromatina. Esta coacción, modifica la estructura y funciones del nucleosoma, y en última instancia, ajusta el genoma a diferentes procesos biológicos (Jenuwein, 2006; Rice y Allis, 2001; Madakashira y Sadler, 2017).

Todas las histonas pueden ser fosforiladas in vivo en asociación con la remodelación de la cromatina durante la transcripción y la reparación del ADN. Con la participación de quinasas específicas, la fosforilación de histonas se produce en los residuos de treonina y serina (Figura 4), y ha sido vinculada en el control transcripcional y mitótico. La fosforilación de las histonas H1 y H3 participa en la regulación transcripcional (Strelkov y Davie, 2002; Healy et al., 2012), y en la mitosis (Nowak y Corces, 2004; Wang y Higgins, 2013; Kelpsch y Tootle, 2018). En particular, la fosforilación de la histona H1 incrementa la tasa de disociación de la cromatina in vivo, favoreciendo así la transcripción génica (Garcia et al., 2006; Izzo y Schneider, 2016).

Los niveles de fosforilación de H1 son bajos en la fase G1, pero aumentan progresivamente durante el ciclo celular, manifestando niveles elevados de fosforilación, coincidentes, con la máxima condensación cromosómica en la mitosis y meiosis (Wang et al., 2017; Gaysinskaya et al., 2018). La fosforilación de la Ser10 de la histona H3, está mediada por las quinasas de la familia aurora (Aurora A y B en mamíferos) y han sido asociadas con genes transcripcionalmente activos (Warnock et al., 2008; Nikonova et al., 2013; Hobson et al., 2015).

Todas las histonas están sujetas a numerosas modificaciones covalentes, la mayoría de las cuales, se producen en las colas de histonas. En un entorno experimental controlado, es posible modificar las histonas en numerosos sitios por metilación, acetilación o fofosforilación (Figura 4). Aunque estas modificaciones son relativamente pequeñas, otras, más dramáticas como la monoubiquitilación, sumoilación, y ADP-ribosilación (Wang et al., 2018; Joung et al., 2018; Bartlett et al., 2018) son posibles. Aunque los cambios en diferentes histonas tienen roles conocidos en la replicación, el ensamblaje de la cromatina, transcripción, empalme y reparación del ADN, existe un amplio campo de investigación dirigido a caracterizar las modificaciones específicas e identificar sus funciones.

Las proteínas de la cromatina son dinámicas y una histona puede ser cambiada por una variante dentro de su propia clase (Cheung y Lau, 2005). Además de las histonas canónicas, las variantes de histonas, pueden incorporarse a los nucleosomas para conferir funciones especializadas en regiones genómicas específicas. Tales funciones incluyen procesos tan diversos como la transcripción, la segregación de cromosomas, reparación y recombinación de ADN, remodelación de cromatina o empaquetamiento de ADN durante la espermiogénesis (Talbert y Henikoff, 2010). Se han identificado variantes para todas las histonas excepto la histona H4. La mayoría de las variantes tienen diferencias significativas en las colas N y C-terminales. En un extremo, macroH2A es casi tres veces más grande que la H2A convencional y contiene una gran cola C-terminal que no está relacionada con ninguna otra histona (Gibbs y Kriwacki, 2018). En el otro extremo del espectro, la H3 canónica (también conocido como H3.1) difiere de la variante H3.3 en solo cuatro posiciones de aminoácidos: tres en el núcleo de histonas y una en la cola N-terminal (Maze et al., 2014).

La histona H2A tiene el mayor número de variantes identificadas y debido a su estratégica posición en el nucleosoma, es adecuada para alterar dramáticamente la relación del nucleosoma con el ADN. La macro H2A es una histona variante característica de los eucariotas superiores y se localiza en el cromosoma X inactivo de las hembras, manteniendo por lo tanto, el estado de represión transcripcional (Changolkar y Pehrson, 2006). Asimismo, ha sido demostrado que la macro H2A puede activar o reprimir la expresión de genes que no están localizados en el cromosoma X (Gamble et al., 2010). La macro H2A también se ha observado en otras regiones heterocromáticas facultativas; como el pericentrómero, el cuerpo XY de espermatocitos y heterocromatina relacionada con la senescencia (Gamble et al., 2010). La variante H2A.Z se asocia con cromatina activa e inactiva respectivamente (Cheung y Lau, 2005).

El núcleo de los eucariotas es un complejo medio ambiente tridimensional, donde el control efectivo del genoma depende no sólo del ordenamiento lineal de los elementos regulatorios, sino también de su organización espacial (Dekker y Misteli, 2015; Serizay y Ahringer, 2018).

La modulación de la transcripción acontece, al menos en parte, gracias a la proximidad de los elementos reguladores y promotores genéticos (Cubeñas-Potts y Corces, 2015; Dekker y Misteli, 2015). Ello incluye, dominios cromosómicos asociados topológicamente y elegantes bucles de ADN que vinculan promotores de genes con potenciadores distantes (Cubeñas-Potts y Corces, 2015). Tales interacciones son esenciales en el desarrollo, y en las respuestas a estímulos medioambientales en eucariotas, incluidos levaduras, gusanos, plantas, moscas y mamíferos (Apostolou et al., 2013; Li et al., 2015; Lupiáñez et al., 2015).

Además de estas interacciones dentro de la misma molécula de ADN, existen asociaciones que involucran a cromosomas diferentes. En efecto, este mecanismo epigenético ha sido puesto en primer plano en los últimos años: alteraciones en la actividad génica inducida por interacciones entre diferentes cromosomas (Cubeñas-Potts y Corces, 2015; Dekker y Misteli, 2015; Li et al., 2015; Rowley y Corces, 2016).

Por ejemplo, las interacciones transcromosómicas son cruciales para la expresión apropiada de un solo gen olfativo entre los aproximadamente 1300 existentes dentro del genoma del ratón (Lomvardas et al., 2006; Clowney et al., 2012) y para la inactivación del cromosoma X en hembras de la misma especie (Bacher et al., 2006; Zhang et al., 2007). Curiosamente, un gran número de las interacciones intercromosómicas han sido caracterizadas en células del sistema inmunológico. Tanto en ratón como células T humanas; se demostró, que el locus del factor de crecimiento tipo 2 (Igf2) de la insulina, interactúa con numerosos loci en diferentes cromosomas (Ling et al., 2006; Zhao et al., 2006). También, en las células T de ratón, una región reguladora en el cromosoma 11 (la región de control del locus T helper 2; LCR) se vincula con los loci que codifican la citocina interferón gamma (Ifng) en el cromosoma 10 (Spilianakis et al., 2005) e interleucina 17 (IL-17) en el cromosoma 1 (Kim et al., 2014). Ha sido demostrado que en las células progenitoras de los linfocitos B de ratón, la interacción entre el locus de la cadena pesada de la inmunoglobulina (Igh) en el cromosoma 12 y el locus de la inmunoglobulina de cadena ligera (Igk) en el cromosoma 6 es importante para el reordenamiento del locus que codifica la cadena pesada (Hewit et al., 2008).

Existen numerosas publicaciones documentando la colocalización nuclear de dominios en dos cromosomas diferentes (Spilianakis et al., 2005; Bacher et al., 2006; Lomvardas et al., 2006). El descubrimiento de las interacciones intercromosómicas resalta un posible rol de la arquitectura nuclear en la regulación epigenética. Los dominios cromosómicos pueden ser secuestrados a un subcompartimiento del núcleo, que actúa como centro que coordina el silenciamiento génico o su activación (Bolzer et al., 2005; Cremer et al., 2006). 

Como resultado de los diferentes niveles de compactación, segmentos cromosómicos particulares, adoptan una organización topográfica compleja dentro de su territorio cromosómico (Edelmann et al., 2001; Maya-Mendoza y Jackson, 2017; Voldgorn et al., 2015). La distribución intranuclear de segmentos cromosómicos, polarizada en regiones ricas y pobres en genes, ha demostrado ser un principio conservado en la organización nuclear de los vertebrados (Berchtold et al., 2011; Tanabe et al., 2002; Cremer et al., 2003). En efecto, las regiones ricas en genes tienden a estar orientadas hacia el interior del núcleo, mientras que las regiones pobres en genes propenden a localizarse en la periferia (Foster y Bridger, 2005; Uhler y Shivashankar, 2017).

Aunque los cromosomas están organizados como distintos territorios en el núcleo interfásico, la evidencia obtenida a partir de diversos modelos biológicos, utilizando técnicas que van desde la genética clásica a las herramientas moleculares, han revelado que los cromosomas son estructuras dinámicas, y que las regiones cromosómicas individuales pueden ser reposicionadas con respecto a  estructuras nucleares, y a otras regiones cromosómicas. También hay evidencia creciente que este reposicionamiento de regiones genómicas en el espacio nuclear es importante para la regulación de la expresión génica (Gasser, 2002; Ramamurthy et al., 2018; Taheri et al., 2018).

Los genomas eucariotas están organizados espacialmente en el núcleo por localizaciones cromosómicas específicas, contactos intercromosómicos e interacción con estructuras nucleares. Esta organización espacial se observa en numerosos metazoarios y coopera con la expresión genética y la diferenciación celular. Se ha sugerido que la disposición del genoma dentro del núcleo es un carácter evolutivo conservado, y probablemente, desempeña una función adaptativa. Tanto las proteínas de unión al ADN como los cambios en la estructura de la cromatina influyen en el posicionamiento de los genes y dominios superiores en el interior del núcleo (Brickner, 2016). Esto advierte que la organización espacial del genoma se puede codificar genéticamente, aunque también implica cambios potenciales en la estructura de la cromatina, arbritados por mecanismos no genéticos.

Naturaleza epigenética

En conjunto, la secuenciación del genoma humano y la amplia variedad de datos obtenidos en el contexto del proyecto ENCODE han sacado a la luz información trascendente que va desde la redefinición del concepto del gen hasta el entendimiento causal de numerosas enfermedades con soporte genético. Aunque ENCODE se ha focalizado en definir las secuencias funcionales del genoma, el nuevo proyecto AHEAD (Proyecto Internacional del Epigenoma Humano) definiría los patrones de regulación epigenética, que ocurren en esas secuencias, en diferentes estados celulares (The American Association for Cancer Research Human Epigenome Task Force & European Union, Network of Excellence, Scientific Advisory Board, 2008).

En un organismo multicelular, hay muchos epigenomas potenciales que definen cada tipo de célula y reflejan los entornos actuales y pasados de las células individuales. La programación epigenética, puede incluso, preceder a la elección del linaje y amplificar las señales del entorno. Un objetivo importante de AHEAD sería mapear el epigenoma en tejidos normales y compararlos con los estados de enfermedad.

Como hemos señalado, la herencia y el ambiente convergen para dar forma a la materia viviente. Sin embargo, es posible observar en poblaciones genéticamente homogéneas variaciones con marcado carácter epigenético: no existen dos individuos que presenten las mismas experiencias o trayectoria de desarrollo.

De los mecanismos epigenéticos mencionados, varios de ellos están asociados con el origen de diversas neoplasias. La metilación de novo del ADN es un mecanismo de regulación ordinario durante el crecimiento normal. No obstante, la hipermetilación de los oncogenes conlleva al desarrollo del proceso tumoral (Chmielecki y Meyerson, 2014; Koch, 2017). Se ha sugerido, que el silenciamiento epigenético del cáncer por inactivación de genes, podría ser tan frecuente como las mutaciones (Tomasi et al., 2006; Ali et al., 2017).

La metilación de zonas originalmente no metilables (islas CpG), que corresponden a regiones promotoras de genes supresores de tumores, genes inhibidores de cinasas dependientes de ciclina o a genes involucrados en la reparación de ADN, está directamente asociada con el origen y progresión de tumores, como los cánceres colorrectales esporádicos y las neoplasias intraepiteliales precursoras del cáncer de próstata (Nowacka-Zawisza y Wiśnik, 2017; Hong, 2018).

Otro mecanismo epigenético relacionado con patologías similares y otros síndromes, depende del estado de compactación de la cromatina, que refleja su capacidad para regular la metilación del ADN, replicación, recombinación, reparación y expresión genética (Nebbioso et al., 2018). En humanos se ha postulado que las distorsiones en el remodelaje de la cromatina durante la embriogénesis estaría asociada con la “memoria molecular” que predispone a padecer enfermedades en etapas adultas (Šviković y Sale, 2017; Horsthemke, 2018; Norouzitallab et al., 2018).

Asimismo, los mecanismos de acetilación y deacetilación de histonas se encuentran estrechamente relacionados con el cáncer y otras displasias. La actividad anormal de las deacetilasas de histonas reprime la transcripción, ya que se ven alteradas las funciones normales de los genes que controlan el ciclo celular, la apoptosis, la reparación de ADN y la función del proteosoma (Biswas y Rao, 2018).

En roedores, se ha observado que embriones expuestos a malnutrición in utero durante períodos críticos del desarrollo; incrementan el riesgo de dolencias crónicas en generaciones posteriores (Jimenez-Chillaron et al., 2009; Hanafi et al., 2016). La hipótesis del origen fetal de las enfermedades, constituye un paradigma en el modo de comprender algunas dolencias, y propone que los trastornos asociadas con la edad avanzada (enfermedades cardíacas, obesidad, diabetes, esquizofrenia, depresión), pueden tener su origen en la edad pediátrica (Charles et al., 2016; Lea et al., 2018).

Los mecanismos subyacentes a los programas de expresión genética a largo plazo implican modificaciones químicas de histonas y ADN. Estas modificaciones regulan la configuración del ADN en la cromatina; controlando las tasas de iniciación en la transcripción (Kass et al., 1997a,b), alargamiento y empalme (Shukla et al., 2011). Por lo tanto, las modificaciones epigenéticas pueden controlar el estado estacionario de la expresión génica, y definir qué genes serán sensibles a las señales fisiológicas desencadenadas por diferentes estímulos.

Además, la programación epigenética también puede cebar genes e inducirlos en respuesta a estímulos transitorios en un momento posterior. Quizás, el  mejor ejemplo documentado de este tipo de epigenética, es la programación de la respuesta génica a cortiscosteroides, que pueden ser epigenéticamente preparada para responder a ráfagas transitorias de estas hormonas en respuesta a estímulos, como el estrés, en cualquier momento posterior de la vida (Thomassin et al., 2001; Lu et al., 2014).

Los mecanismos epigenéticos revisten una enorme importancia en la consecución de la identidad celular, ya que a partir de un único genoma, un individuo puede poseer una extensa variedad de fenotipos celulares, cada uno con un perfil de expresión génica propio. Tales cambios resultan, por tanto, vitales durante el desarrollo embrionario, y permiten incorporar las variaciones de las condiciones ambientales en cambios de expresión genética estables.

Si el ambiente es capaz de suscitar cambios en la actividad genética a largo plazo (generacional y transgeneracional), sin alterar la codificación natural del ADN, sería oportuno tomar en consideración incluir la herencia epigenética en el concepto clásico de evolución. El efecto más importante de las marcas epigenéticas, y quizá la razón misma de su existencia, podría ser el de aumentar considerablemente el número de variantes individuales en una población. Posteriormente, la selección natural elegiría los mejores adaptados para reproducirse y perpetuarse, junto con su genoma y epigenoma.

Por defecto, esta afirmación compromete la reproducción sexual, y más ampliamente; al proceso por el cual un organismo sexualmente maduro comienza su diferenciación como macho o hembra. Los mecanismos de determinación sexual son notablemente variables, a pesar de su importancia en la reproducción y la supervivencia de las especies (Capel, 2017). Los mecanismos de determinación sexual en vertebrados incluyen determinación del sexo genotípica (GSD), determinación del sexo dependiente de la temperatura (TSD) o una combinación de ambos (Mei y Gui, 2015).

En TSD, la temperatura es competente sólo durante un segmento del desarrollo, referido como período termosensible (TSP), que determina irreversiblemente el sexo gonadal (Valenzuela y Lance, 2004). La TSD ha sido identificada en peces (Li et al., 2018), anfibios (Sarre et al., 2011), y reptiles (Holleley et al., 2015).

Independientemente del sistema utilizado para la determinación del sexo, en vertebrados no mamíferos; la conversión de andrógeno a estrógeno determina si el primordio gonadal se diferencia sexualmente en testículo u ovario (Navarro-Martín et al., 2011). Esta proporción de esteroides sexuales depende de la actividad de la enzima aromatasa, Cyp19a, el producto del gen cyp19a, que irreversiblemente convierte los andrógenos en estrógenos. Además, en vertebrados ectotérmicos los efectos de la temperatura ambiental en la determinación sexual están mediadas por cambios en la expresión de cyp19a. Así, en reptiles con TSD, la exposición a temperaturas que promueven hembras; está asociado con el aumento de la Cyp19a gonadal, mientras que la exposición a temperaturas que promueven la diferenciación masculina se asocia con la supresión cyp19a (Pieau y Dorizzi, 2004; Ramsey y Crews, 2009).

En todas las especies de peces analizadas hasta ahora, es notable, que las temperaturas elevadas promueven la diferenciación sexual de machos (Ospina-Álvarez y Piferrer, 2008). Los efectos de masculinización, son causados por la inhibición de la expresión de cyp19a y la consecuente actividad enzimática (Van Nes y Andersen, 2006; D’Cotta et al., 2001).

Independientemente del grupo animal y el mecanismo determinante del sexo, la regulación cyp19a es un elemento clave en la TSD de vertebrados. Desafortunadamente, el mecanismo molecular por el cual la temperatura afecta a cyp19a ha permanecido esquivo (Valenzuela y Lance, 2004; Lance, 2009). En un ámbito más global, este tópico es relevante; ya que la identificación de las señales ambientales, y los mecanismos de su percepción y transducción, son un foco central de la investigación evo-devo (Sultan, 2007).

Las diferencias en la determinación sexual son establecidas inicialmente mediante patrones de metilación diferenciales en el ADN nuclear de hembras y machos. Se ha postulado que la regulación epigenética por metilación del ADN de cuatro enzimas esteroidogénicas, son el eslabón perdido; entre la genética, el medio ambiente y las funciones endocrinas (Zhang y Ho, 2011). En adición, la regulación epigenética no solo afecta a las enzimas involucradas en la vía esteroidogénica, sino también, de algunos factores de transcripción, y receptores nucleares relacionados con la biosíntesis y acción de los esteroides (Martinez-Arguelles y Papadopoulos, 2010). En mamíferos, la proteína Cyp19 expresa especificidad tisular, y es regulada por diferentes promotores específicos (Simpson, 2004). Este mecanismo de regulación epigenético del gen cyp19 en mamíferos ha sido demostrado en humanos, vacas, ovejas, y búfalo (Knower et al., 2010; Fürbass et al., 2008; Vanselow et al., 2008; Monga et al., 2011).

En el pez Cynoglossus semilaevis también se ha señalado el efecto de la metilación. La comparación de los patrones de metilación en machos y hembras, exhiben diferencias a nivel de la expresión de genes específicos de la determinación sexual, como el gen dmrt1(gen regulador de la actividad de las células de Sertoli). Cuando hembras fueron revertidas a pseudomachos por exposición a temperatura elevadas, las células gonadales expresaron marcadores epigenéticos, típicos de machos. Aún más, los descendientes del cruzamiento entre hembras salvajes y pseudomachos retuvieron los marcadores epigenéticos en sus células germinales, y aproximadamente el 90 por ciento invirtieron el sexo espontáneamente, en ausencia de influencia térmica. Estos resultados sugieren el restablecimiento de las marcas epigenéticas heredadas, y la anulación del genotipo femenino (Shao et al., 2014). Patrones de metilación vinculados con la TSD también ha sido observado en el lenguado (Paralichthys olivaceus) (Fan et al., 2017).

En adición, la demetilasa KDM6B del residuo de lisina 27 de la histona H3 (H3K27) regula TSD en la tortuga Trachemys scripta (Ge et al., 2018), proporcionando así una valiosa información del mecanismo epigenético vinculado con la determinación sexual por la temperatura y los patrones de metilación de las histonas. En adición, se ha revelado que KDM6B en mutantes knockdown (procedimiento por el cual un organismo es genéticamente modificado para tener una expresión reducida de uno o más genes) exhiben reversión sexual de macho a hembra en más del 80 por ciento de los embriones a 26 °C, una temperatura en la que los descendientes de tipo salvaje se convierten en machos. Estos hallazgos sugieren que la demetilasa KDM6B es un regulador epigenético que juega un papel crítico en la determinación sexual de machos en Trachemys scripta (Ge et al., 2018).

La importancia de la temperatura como modulador de numerosos procesos biológicos ha sido reconocido por mucho tiempo. En virtud de los marcados cambios ecológicos, existe una mayor urgencia para entender cómo las fluctuaciones térmicas actuales y futuras afectarán a los fenotipos de los seres vivos, y sus respuestas fisiológicas. La temperatura afecta a todos los organismos hasta cierto punto, pero los vertebrados ectotérmicos, y en particular aquellos que dependen de la temperatura para determinar el sexo, se consideran altamente vulnerables a los efectos potencialmente perjudiciales del cambio climático global (Bowden y Paitz, 2018).

Las alteraciones en la biósfera nos permiten distinguir la intrincada red que enlaza átomos y ecosistemas. Desde la óptica evo-devo, una vez alcanzado el nivel celular, la mayoría de los organismos han desarrollado la multicelularidad agregativa a través de la unión, una a otra, de células genéticamente distintas, para conformar una entidad fenotípicamente heterogénea. Sin embargo, este escenario no sería posible sin el acuerdo cooperativo funcional de sus partes, y la cooperación requiere coordinación. Existen varios mecanismos para alcanzar esta armonía: comunicación, jerarquías, división de trabajo e interacción con otros miembros de la comunidad. Un esquema similar se reproduce en las sociedades y se manifiesta en el comportamiento de sus integrantes (Spain y Harms, 2014; Tronick y Hunter, 2016).

La abeja de la miel (género Apis)es uno de los organismos utilizado como modelo para el estudio molecular de la vida social.

La especie mejor investigada es Apis mellifera; en cuyas colonias se distinguen tres tipos diferentes de castas, cada una con funciones particulares. La feromona mandibular de la miel (QMP), es la feromona que desempeña una función sobresaliente en la regulación social de las abejas, ya que evita la reproducción de las obreras, inhibiendo el desarrollo de sus ovarios (Rangel et al., 2016; Ronai et al., 2016; Yusuf et al., 2018). Así, la regulación social implica modificaciones en la respuesta génica cerebral, como reacción a estímulos comunitarios. Mediante el análisis bioinformático y la secuenciación del genoma de la abeja de la miel, fue posible caracterizar un patrón de metilación conformado por DNMT activas (Wang et al., 2006; Herb et al., 2018), ortólogas a las descriptas en los vertebrados (Bestor, 2000; Jurkowska y Jeltsch, 2016; Gowher y Jeltsch, 2018).

En la actualidad, ya se cuenta con la secuenciación del genoma de A. mellifera (McAfee et al., 2016), el siguiente reto es el estudio epigenético para entender con profundidad la regulación génica de su comportamiento social.

Recientemente, se ha demostrado que la inhibición de la metiltransferasa DNMT3 en larvas produce un efecto similar a la alimentación con jalea real, de manera que la mayoría de las larvas se desarrollan como reinas (Wojciechowski et al., 2018). Estos hallazgos demostrarían que la epigenética enlaza ambiente con genética, y puede explicar la acción del estilo de vida, como la nutrición, sobre los genes.

Tradicionalmente, los genetistas moleculares han estudiado el genoma, es decir, el ADN. Esto ha incluido su secuenciación; con la identificación de promotores, potenciadores, intrones, exones y mutaciones.

Durante los últimos 10 a 15 años, ha quedado claro que el estudio del ADN “desnudo” impuso limitaciones importantes para comprender la regulación de los genes, y que el ADN; debe estudiarse junto con su columna vertebral de proteínas. Esta nueva visión, ha demostrado que la cromatina es una molécula dinámica, y que los cambios en la metilación del ADN, en las colas de las histonas, su localización, densidad, si están acetiladas, metiladas, fosforiladas y/o ubiquitinadas, favorece el equilibrio de la expresión génica y su control. De manera análoga al ADN, las proteínas relacionadas con la cromatina y el patrón de metilación generalmente se heredan sin cambios de una célula a sus descendientes. Así, el capítulo de la embriogénesis principia una nueva lectura, línea a línea; incluidas las marcas epigenéticas.

Agradecimientos

Este trabajo ha sido realizado con el apoyo del PIUNT 26/A605. Secretaría de Ciencia, Arte e Innovación Tecnológica. Universidad Nacional de Tucumán.

Mi particular gratitud al Doctor Patxi Cruz Ibañez por la traducción del resumen.

Referencias bibliográficas

1. Abzhanov A. (2013). von Baer’s law for the ages: lost and found principles of developmental evolution. Trends in Genetics 29 (12): 712-722.

2. Agricola E., Verdone L., Di Mauro E., Caserta M. (2006). H4 acetylation does not replace H3 acetylation in chromatin remodelling and transcription activation of Adr1-dependent genes. Molecular Microbiology 62 (5): 1433-1446.         [ Links ]

3. Ali M.A., Matboli M., Tarek M., Reda M., Kamal K.M., Nouh M., Ashry A.M., El-Bab A.F., Mesalam H.A., Shafei A.E., Abdel-Ra- hman O. (2017). Epigenetic regulation of immune checkpoints: another target for cancer immunotherapy?. Immunotherapy 9 (1): 99-108.         [ Links ]

4. Allen G.E. (1978). The Man and His Science. Princeton, NJ: Princeton University Press, EEUU.         [ Links ]

5. Allis C.D., Jenuwein T. (2016). The molecular hallmarks of epigenetic control. Nature Reviews in Genetics 17 (8): 487-500.         [ Links ]

6. Apostolou E., Ferrari F., Walsh R.M., Bar-Nur O., Stadtfeld M., Cheloufi S., Stuart H.T., Polo J.M., Ohsumi T.K., Borowsky M.L., Kharchenko P.V., Park P.J., Hochedlinger K. (2013). Genome-wide chromatin interactions of the Nanog locus in pluripotency, differentiation, and reprogramming. Cell Stem Cell 12 (6): 699-712.         [ Links ]

7. Araujo F.D., Knox J.D., Szyf M., Price G.B., Zannis-Hadjopoulos M. (1988). Concurrent replication and methylation at mammalian origins of replication. Molecular Cell Biology 18 (6): 3475-3482.         [ Links ]

8. Arber W., Dussoix D. (1962). Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. I. Host controlled modification of bacteriopha- ge lambda. Journal of Molecular Biology 5: 18-36.         [ Links ]

9. Arents G., Burlingame R.W., Wang B.C., Love W.E., Moudrianakis E.N. (1991). The nucleosomal core histone octamer at 3.1 A resolution: a tripartite protein assembly and a left-handed superhelix. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 88 (22): 10148-10152.         [ Links ]

10. Arthur W. (2002). The emerging conceptual framework of evolutionary developmental biology. Nature 415 (6873): 757-64.         [ Links ]

11. Bacher C.P., Guggiari M., Brors B., Augui S., Clerc P., Avner P., Eils R., Heard E. (2006). Transient colocalization of X-inactivation centres accompanies the initiation of X inactivation. Nature Cell Biology 8 (3): 293-299.         [ Links ]

12. Baron M., Veres A., Wolock S.L., Faust A.L., Gaujoux R., Vetere A., Ryu J.H., Wagner B.K., Shen-Orr S.S., Klein A.M., Melton D.A., Yanai I. (2016). A single-cell transcriptomic map of the human and mouse pancreas reveals inter-and intra-cell population structure. Cell Systems 3 (4): 346-360.         [ Links ]

13. Bartlett E., Bonfiglio J.J., Prokhorova E., Colby T., Zobel F., Ahel I., Matic I. (2018). Interplay of histone marks with serine ADP-ri- bosylation. Cell Reports 24 (13): 3488-3502.e5.         [ Links ]

14. Bartolomei M.S., Fergurson-Smith A.C. (2011). Mammalian genomic imprinting. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology 3 (7). pii: a002592.         [ Links ]

15. Battistini F., Hunter C.A., Gardiner E.J., Packer M.J. (2010). Structural mechanics of DNA wrapping in the nucleosome. Journal of Molecular Biology 396 (2): 264-279.         [ Links ]

16. Baxter C.S., Byvoet P. (1975). CMR studies of protein modification. Progressive decrease in charge density at the epsilon-amino function of lysine with increasing methyl substitution. Biochemical and Biophysical Research Communications 64 (2): 514-518.         [ Links ]

17. Bebbere D., Mossa F., Paula-Lopes F., O’Doherty A. (2018). Special Issue: “Environmentally induced epigenetic variation during germ cell and embryo development: a programming perspective”. Molecular Reproduction and Development DOI: 10.1002/ mrd.23077.

18. Benton C.B., Fiskus W., Bhalla K.N. (2017). Targeting histone acetylation: readers and writers in leukemia and cancer. Cancer Journal 23 (5): 286-291.         [ Links ]

19. Berchtold D., Fesser S., Bachmann G., Kaiser A., Eilert J.C., Frohns F., Sadoni N., Muck J., Kremmer E., Eick D., Layer P.G., Zink D. (2011). Nuclei of chicken neurons in tissues and three-dimensional cell cultures are organized into distinct radial zones. Chromosome Research 19 (2): 165-182.         [ Links ]

20. Berndsen C.E., Denu J.M. (2008). Catalysis and substrate selection by histone/protein lysine acetyltransferases. Current Opinion in Structural Biology 18 (6): 682-689.         [ Links ]

21. Bestor T.H. (2000). The DNA methyltransferases of mammals. Human Molecular Genetics 9 (16): 2395-2402.         [ Links ]

22. Bininda-Emonds O.R., Jeffery J.E., Richardson M.K. (2003). Inverting the hourglass: quantitative evidence against the phylotypic vertebrate development. Proceedings Biological Sciences 270 (1513): 341-346.         [ Links ]

23. Bird A. (2002). DNA methylation patterns and epigenetic memory. Genes & Development 16 (1): 6-21.         [ Links ]

24. Birney E. (2012). Lessons for big-data projects. Nature 489 (7414): 49-51.         [ Links ]

25. Biswas S., Rao C.M. (2018). Epigenetic tools (The Writers, The Readers and The Erasers) and their implications in cancer therapy. European Journal of Pharmacology 837: 8-24.         [ Links ]

26. Blossey R., Schiessel H. (2018). The Latest Twists in Chromatin Remodeling. Biophysics Journal 114 (10): 2255-2261.         [ Links ]

27. Bolzer A., Kreth G., Solovei I., Koehler D., Saracoglu K., Fauth C., Müller S., Eils R., Cremer C., Speicher M.R., Cremer T. (2005). Three-dimensional maps of all chromosomes in human male fibroblast nuclei and prometaphase rosettes. PLOS Biology 3 (5): e157.         [ Links ]

28. Bowden R.M., Paitz R.T. (2018). Temperature fluctuations and maternal estrogens as critical factors for understanding temperatu- re-dependent sex determination in nature. Journal of Experimental Zoology. A Ecological and Integrative Physiology 329 (4-5): 177-184.         [ Links ]

29. Brauckman S. (2012). Karl Ernst von Baer (1792-1876) and evolution. The International Journal of Developmental Biology 56 (9): 653-660.         [ Links ]

30. Brickner J. (2016). Genetic and epigenetic control of the spatial organization of the genome. Molecular Biology of the Cell 28 (3): 364-369.         [ Links ]

31. Britten R.J., Davidson E.H. (1969). Gene regulation for higher cells: a theory. Science 165 (3891): 349-357.         [ Links ]

32. Brooks J.E. (1987). Properties and uses of restriction endonucleases. Methods in Enzymology 152: 113-129.         [ Links ]

33. Buc H. (2016). François Jacob, André Lwoff and Jacques Monod, fifty years after the Nobel Prize. Research in Microbiology 167 (3): 155-158.         [ Links ]

34. Campbell K.H.S., McWhir J., Ritchie W.A., Wilmut I. (1996). Sheep cloned by nuclear transfer from a cultured cellline. Nature 380 (6569): 64-66.         [ Links ]

35. Capel B. (2017). Vertebrate sex determination: evolutionary plasticity of a fundamental switch. Nature Reviews. Genetics 18 (11): 675-689.         [ Links ]

36. Casaca A., Santos A.C., Mallo M. (2014). Controlling Hox gene expression and activity to build the vertebrate axial skeleton. De- velopmental Dynammics 243 (1): 24-36.         [ Links ]

37. Changolkar L.N., Pehrson J.R. (2006). MacroH2A1 histone variants are depleted on active genes but concentrated on the inactive X chromosome. Molecular and Cell Biology 26 (12): 4410-20.         [ Links ]

38. Charles M.A., Delpierre C., Bréant B. (2016). Developmental origin of health and adult diseases (DOHaD): evolution of a concept over three decades. Medicine Sciences (Paris) 32 (1): 15-20.         [ Links ]

39. Charney R.M., Paraiso K.D., Blitz I.L., Cho KW.Y. (2017). A gene regulatory program controlling early Xenopus mesendoderm formation: Network conservation and motifs. Seminanrsin Cell & Developmental Biology 66: 12-24.         [ Links ]

40. Chatterjee B., Lin M.H., Chen C.C., Peng K.L., Wu M.S., Tseng M.C., Chen Y.J., Shen C.J. (2018). Active DNA demethylation by DNMT3A and DNMT3B in vitro and of methylated episomal DNA in transiently transfected cells. BBA Gene Regulatory Me- chanisms 1861 (11): 1048-1061.         [ Links ]

41. Chen C.C., Wang K.Y., Shen C.K. (2012). The mammalian de novo DNA methyltransferases DNMT3A and DNMT3B are also DNA 5-hydroxymethylcytosine dehydroxymethylases. The Journal of Biological Chemistry 287 (40): 33116-33121.         [ Links ]

42. Chen C.C, Wang K.Y., Shen C.K. (2013). DNA 5-methylcytosine demethylation activities of the mammalian DNA methyltransfe- rases. The Journal of Biological Chemistry 288 (13): 9084-9091.         [ Links ]

43. Chen D., Ma H., Hong H., Koh S.S., Huang S.M., Schurter B.T., Aswad D.W., Stallcup M.R. (1999). Regulation of transcription by a protein methyltransferase. Science 284 (5423): 2174-2177.         [ Links ]

44. Cheng X. (1995). Structure and function of DNA methyltransferases. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure 24: 293-318.         [ Links ]

45. Cheung P., Allis C.D., Sassone-Corsi P. (2000). Signaling to chromatin through histone modifications. Cell 103 (2): 263-271.         [ Links ]

46. Cheung P., Lau P. (2005). Epigenetic regulation by histone methylation and histone variants. Molecular Endocrinology 19 (3): 563-573.         [ Links ]

47. Chiani F., Di Felice F., Camilloni G. (2006). SIR2 modifies histone H4-K16 acetylation and affects superhelicity in the ARS region of plasmid chromatin in Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Research 34 (19): 5426-5437.         [ Links ]

48. Choy M.K., Movassagh M., Goh H.G., Bennett M., Down T., Foo R. (2010). Genome-wide conserved consensus transcription factor binding motifs are hyper-methylated. BMC Genomics 11 (1): 519.         [ Links ]

49. Chmielecki J., Meyerson M. (2014). DNA sequencing of cancer: what have we learned ?. Annual Review of Medicine 65: 63-79.         [ Links ]

50. Christopher M.A., Kyle S.M., Katz D.J. (2017). Neuroepigenetic mechanisms in disease. Epigenetics Chromatin 10 (1): 47.         [ Links ]

51. Chuang L.S., Ian H.I., Koh T.W., Ng H.H., Xu G., Li B.F. (1997). Human DNA-(cytosine-5) methyltransferase-PCNA complex as a target for p21WAF1. Science 277 (5334): 1996-2000.         [ Links ]

52. Clayton A.L., Hazzalin C.A., Mahadevan L.C. (2006). Enhanced histone acetylation and transcription: a dynamic perspective. Mo- lecular Cell 23 (3): 289-296.         [ Links ]

53. Clowney E.J., LeGros M.A., Mosley C.P., Clowney F.G., Markenskoff-Papadimitriou E.C., Myllys M., Barnea G., Larabell C.A., Lomvardas S. (2012). Nuclear aggregation of olfactory receptor genes governs their monogenic expression. Cell 151 (4): 724-737.         [ Links ]

54. Cohen S., Chang A., Boyer H., Helling R. (1973). Construction of biologically functional bacterial plasmids in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 70 (11): 3240-3244.         [ Links ]

55. Comte A., Roux J., Robinson-Rechavi M. (2010). Molecular signaling in zebra fish development and the vertebrate phylotypic period. Evolution & Development 12 (2):144-156.         [ Links ]

56. Cosgrove M.S., Wolberger C. (2005). How does the histone code work?. Biochemistry and Cell Biology 83 (4): 468-476.         [ Links ]

57. Costa R., Frezza G. (2015). Crossovers between epigenesis and epigenetics. A multicenter approach to the history of epigenetics (1901-1975). Medicina Nei Secoli Arte E Scienza 27 (1): 905-942.         [ Links ]

58. Cracraft J. (2005). Phylogeny and evo-devo: characters, homology, and the historical analysis of the evolution of development. Zoology (Jena) 108 (4): 345-356.         [ Links ]

59. Crampton A., Chang F., Pappas D.L. Jr, Frisch R.L., Weinreich M. (2008). An ARS element inhibits DNA replication through a SIR2-dependent mechanism. Molecular Cell 30 (2): 156-166.         [ Links ]

60. Crawford M. (2003). Hox genes as synchronized temporal regulators: implications for morphological innovation. Journal of Expe- rimental Zoology. Part B Molecular and Developmental Evolution 295 (1): 1-11.         [ Links ]

61. Cremer M. Küpper K., Wagler B., Wizelman L., von Hase J., Weiland Y., Kreja L., Diebold J., Speicher M.R., Cremer T. (2003). Inheritance of gene density-related higher order chromatin arrangements in normal and tumor cell nuclei. The Journal of Cell Biology 162 (5): 809-820.         [ Links ]

62. Cremer T., Cremer M., Dietzel S., Müller S., Solovei I., Fakan S. (2006). Chromosome territories--a functional nuclear landscape. Current Opinion in Cell Biology 18 (3): 307-316.         [ Links ]

63. Crichton J.H., Playfoot C.J., Adams I.R. (2014) The role of chromatin modifications in progression through mouse meiotic propha- se. Journal of Genetics and Genomics 41 (3): 97-106.         [ Links ]

64. Crowe N., Dietrich M.R., Alomepe B.S., Antrim A.F., ByneSim B.L., He Y. (2015). The diversification of developmental biology. Studies in History and Philosophy of Biological and Biomedical Sciences 53: 1-15.         [ Links ]

65. Cruz C., Della Rosa M., Krueger C., Gao Q., Horkai D., King M., Field L., Houseley J. (2018). Tri-methylation of histone H3 lysine. 4 facilitates gene expression in ageing cells. Elife 7: e34081.         [ Links ] ====== VER VER VER ======

66. Cubeñas-Potts C., Corces V.G. (2015). Architectural proteins, transcription, and the three-dimensional organization of the genome. FEBS Letters 589 (20): 2923-2930.         [ Links ]

67. Cui X.J., Shi C.X. (2016). Combinations of histone modifications for pattern genes. Acta Biotheorica 64 (2): 121-132.         [ Links ]

68. D’Cotta H., Fostier A., Guiguen Y., Govoroun M., Baroiller J.F. (2001). Aromatase plays a key role during normal and tempera- ture-induced sex differentiation of Tilapia Oreochromis niloticus. Molecular Reproduction and Development 59 (3): 265-276.

69. Dantas Machado A.C., Zhou T., Rao S., Goel P., Rastogi C., Lazarovici A., Bussemaker H.J., Rohs R. (2014). Evolving insights on how cytosine methylation affects protein-DNA binding. Briefings in Functional Genomics 14 (1): 61-73.         [ Links ]

70. Davidson L.A., Buzz B. (2012). Making waves: the rise and fall and rise of quantitative developmental biology. Development 139 (17): 3065-3069.         [ Links ]

71. Davis C.A., Hitz B.C., Sloan C.A., Chan E.T., Davidson J.M., Gabdank I., Hilton J.A., Jain K., Baymuradov U.K., Narayanan A.K., Onate K.C., Graham K., Miyasato S.R., Dreszer T.R., Strattan J.S., Jolanki O., Tanaka F.Y., Cherry J.M. (2018). The Encyclopedia of DNA elements (ENCODE): data portal update. Nucleic Acids Research 46 (D1): D794-D801.         [ Links ]

72. De March M., Merino N., Barrera-Vilarmau S., Crehuet R., Onesti S., Blanco F.J., De Biasio A. (2017). Structural basis of human PCNA sliding on DNA. Nature Communications 8: 13935.         [ Links ]

73. Dekker J., Misteli T. (2015). Long-Range Chromatin Interactions. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology 7 (10): a019356.         [ Links ]

74. Deplancke B., Papatsenko D., Shvartsman S.Y. (2013). Context-dependent transcriptional interpretation of mitogen activated protein kinase signaling in the Drosophila embryo. Chaos 23 (2): 025105.         [ Links ]

75. Diehl A.G., Boyle A.P. (2016). Deciphering ENCODE. Trends in Genetics 32 (4): 238-249.         [ Links ]

76. Diogo R., Guinard G., Diaz R.E. Jr. (2017). Dinosaurs, chameleons, humans, and evo-devo path: Linking Étienne Geoffroy’s teratol- ogy, Waddington’s homeorhesis, Alberch’s logic of “Monsters,” and Goldschmidt Hopeful “Monsters”. Journal of Experimental Zoology. Part B Molecular and Developmental Evolution 328 (3): 207-229.

77. Djabrayan N.J., Dudley N.R., Sommermann E.M., Rothman J.H. (2012). Essential role for Notch signaling in restricting develop- mental plasticity. Genes & Development 26 (21): 2386-2391.         [ Links ]

78. Dodge J.E., Ramsahoye B.H., Wo Z.G., Okano M., Li E. (2002). De novo methylation of MMLV provirus in embryonic stem cells: CpG versus non-CpG methylation. Gene 289 (1-2): 41-48.         [ Links ]

79. Domazet-Lošo T., Brajković J., Tautz D. (2007). A phylostratigraphy approach to uncover the genomic history of major adaptations in metazoan lineages. Trends in Genetics 23 (11): 533-539.

80. Domazet-Lošo T., Tautz D. (2008). An ancient evolutionary origin of genes associated with human genetic diseases. Molecular Biology and Evolution 25 (12): 2699-2707.

81. Drost H.G., Gabel A., Grosse I., Quint M., (2015). Evidence for active maintenance of phylotranscriptomic hourglass patterns in animal and plant embryogenesis. Molecular Biology and Evolution 32 (5): 1221-1231.         [ Links ]

82. Duboule D. (1994). Temporal colinearity and the phylotypic progression: a basis for the stability of a vertebrate Bauplan and the evolution of morphologies through heterochrony. Development (Supplement) 135-142.         [ Links ]

83. du Preez L.L., Patterton H.G. (2013). Secondary structures of the core histone N-terminal tails: their role in regulating chromatin structure. Sub-cellular Biochemistry 61: 37-55.         [ Links ]

84. Ecker J.R., Bickmore W.A., Barroso I., Pritchard J.K., Gilad Y., Segal E. (2012). Genomics: ENCODE explained. Nature 489 (7414): 52-55.         [ Links ]

85. Edelmann P., Bornfleth H., Zink D., Cremer T., Cremer C. (2001). Morphology and dynamics of chromosome territories in living cells. Biochimica et Biophysica Acta 1551 (1): M29-39.         [ Links ]

86. Espada J., Ballestar E., Fraga M.F., Villar-Garea A., Juarranz A., Stockert J.C., Robertson K.D., Fuks F., Esteller M. (2004). Human DNA methyltransferase 1 is required for maintenance of the histone H3 modification pattern. The Journal of Biological Chemistry 279 (35): 37175-37184.         [ Links ]

87. Fan Z., Zou Y., Jiao S., Tan X., Wu Z., Liang D., Zhang P., You F. (2017). Significant association of cyp19a promoter methylation with environmental factors and gonadal differentiation in olive flounder Paralichthys olivaceus. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology 208: 70-79.         [ Links ]

88. Foster H.A., Bridger J.M. (2005). The genome and the nucleus: a marriage made by evolution. Genome organisation and nuclear architecture. Chromosoma 114 (4): 212-229.         [ Links ]

89. Fournier D. (2018). Evidence for the implication of the histone code in building the genome structure. Biosystems 164: 49-59.         [ Links ]

90. Fu H., Besnard E., Desprat R., Ryan M., Kahli M., Lemaitre J.M., Aladjem M.I. (2014). Mapping replication origin sequences in eukaryotic chromosomes. Current Protocols in Cell Biology 65: 22.20.1-17.         [ Links ]

91. Fu Y., Li C., Lu S., Zhou W., Tang F., Xie X.S., Huang Y. (2015). Uniform and accurate single-cell sequencing based on emulsion whole-genome amplification. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 112 (38): 11923-11928.         [ Links ]

92. Furlong R.F. (2005). Insights into vertebrate evolution from the chicken genome sequence. Genome Biology 6 (2): 207.         [ Links ]

93. Fürbass R., Selimyan R., Vanselow J. (2008). DNA methylation and chromatin accessibility of the proximal Cyp19 promoter region 1.5/2 correlate with expression levels in sheep placentomes. Molecular Reproduction and Development 75 (1): 1-7.         [ Links ]

94. Fukuda H., Sano N., Muto S., Horikoshi M. (2006). Simple histone acetylation plays a complex role in the regulation of gene ex- pression. Briefings in Functional Genomic & Proteomic 5 (3): 190-208.         [ Links ]

95. Fukushige S., Kondo E., Horii A. (2008). Methyl-CpG targeted transcriptional activation allows re-expression of tumor suppressor genes in human cancer cells. Biochemical and Biophysical Research Communications 377 (2): 600-605.         [ Links ]

96. Gallinari P., Di Marco S., Jones P., Pallaoro M., Steinkühler C. (2007). HDACs, histone deacetylation and gene transcription: from molecular biology to cancer therapeutics. Cell Research 17 (3): 195-211.         [ Links ]

97. Gamble M.J., Frizzell K.M., Yang C., Krishnakumar R., Kraus W.L. (2010). The histone variant macroH2A1 marks repressed auto- somal chromatin, but protects a subset of its target genes from silencing. Genes & Development 24 (1): 21-32.         [ Links ]

98. Garcia B.A., Joshi S., Thomas C.E., Chitta R.K., Diaz R.L., Busby S.A., Andrews P.C., Ogorzalek Loo R.R., Shabanowitz J., Kelleher N.L., Mizzen C.A., Allis C.D., Hunt D.F. (2006). Comprehensive phosphoprotein analysis of linker histone H1 from Tetrahymena thermophila. Molecular & Cellular Proteomics 5 (9): 1593-1609.         [ Links ]

99. Gasser S.M. (2002). Visualizing chromatin dynamics in interphase nuclei. Science 296 (5572): 1412-1416.         [ Links ]

100. Gaston K., Fried M. (1995). CpG methylation has differential effects on the binding of YY1 and ETS proteins to the bi-directional promoter of the Surf-1 and Surf-2 genes. Nucleic Acids Research 23 (6): 901-909.         [ Links ]

101. Gawad C., Koh W., Quake S.R. (2016). Single-cell genome sequencing: current state of the science. Nature Reviews Genetics 17 (3): 175-188.         [ Links ]

102. Gayon J., Gros F., Morange M. (2015). Jacques Monod: fifty years after - foreword. Comptes Rendus Biologies 338 (6): 369-371.         [ Links ]

103. Gaysinskaya V., Miller B.F., De Luca C., van der Heijden G.W., Hansen K.D., Bortvin A. (2018). Transient reduction of DNA methylation at the onset of meiosis in male mice. Epigenetics Chromatin 11 (1): 15.         [ Links ]

104. Ge C., Ye J., Weber C., Sun W., Zhang H., Zhou Y., Cai C., Qian G., Capel B. (2018). The histone demethylase KDM6B regulates temperature-dependent sex determination in a turtle species. Science 360 (6389): 645-648.         [ Links ]

105. Gibbs E.B., Kriwacki R.W. (2018). Linker histones as liquid-like glue for chromatin. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. pii: 201816936.         [ Links ]

106. Gilbert S.F. (2012). Commentary: ‘The epigenotype’ by C.H. Waddington. International Journal of Epidemiology 41 (1): 20-23.

107. Gilbert S.F. (2017). Developmental biology, the stem cell of biological disciplines. PLOS Biology 15 (12): e2003691.         [ Links ]

108. Globisch D., Münzel M., Müller M., Michalakis S., Wagner M., Koch S., Brückl T., Biel M., Carell T. (2010). Tissue distribution of 5-hydroxymethylcytosine and search for active demethylation intermediates. PloS one 5 (12): e15367.         [ Links ]

109. Gowher H., Jeltsch A. (2018). Mammalian DNA methyltransferases: new discoveries and open questions. Biochemical Society Transactions 46 (5): 1191-1202.         [ Links ]

110. Goy I. (2018). Was Aristotle the “father” of the epigenesis doctrine. History and Philosophy of the Life Sciences 40 (2): 28.

111. Gray S.G., Ekström T.J. (2001). The human histone deacetylase family. Experimental Cell Research 262 (2): 75-83.         [ Links ]

112. Green E.D., Watson J.D., Collins F.S. (2015). Human Genome Project: Twenty-five years of big biology Nature 526 (7571): 29-31.         [ Links ]

113. Greenfield R., Tabib A., Keshet I., Moss J., Sabag O., Goren A., Cedar H. (2018). Role of transcription complexes in the formation of the basal methylation pattern in early development. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 115 (41): 10387- 10391.         [ Links ]

114. Grozinger C.M., Schreiber S.L. (2002). Deacetylase enzymes: biological functions and the use of small-molecule inhibitors. Che- mistry & Biology 9 (1): 3-16.         [ Links ]

115. Grunstein M. (1997). Histone acetylation in chromatin structure and transcription. Nature 389 (6649): 349-352.         [ Links ]

116. Guo F., Li X., Liang D., Li T., Zhu P., Guo H., Wu X., Wen L., Gu T.P., Hu B., Walsh C.P., Li J., Tang F., Xu G.L. (2014). Active and passive demethylation of male and female pronuclear DNA in the mammalian zygote. Cell Stem Cell 15 (4): 447-459.         [ Links ]

117. Gupta A., Sharma G.G., Young C.S., Agarwal M., Smith E.R., Paull T.T., Lucchesi J.C., Khanna K.K., Ludwig T., Pandita T.K. (2005). Involvement of human MOF in ATM function. Molecular and Cellular Biology 25 (12): 5292-5305.         [ Links ]

118. Gurdon J.B., Elsdale T.R., Fischberg M. (1958). Sexually mature individuals of Xenopus laevis from the transplantation of single somatic nuclei. Nature 182 (4627): 64-65.         [ Links ]

119. Haines T.R., Rodenhiser D.I., Ainsworth P.J. (2001). Allele-Specific Non-CpG Methylation of the Nf1 Gene during Early Mouse Development. Developmental Biology 240 (2): 585-598.         [ Links ]

120. Halsall J.A., Turner B.M. (2016). Histone deacetylase inhibitors for cancer therapy: An evolutionarily ancient resistance response may explain their limited success. Bioessays 38 (11): 1102-1110.         [ Links ]

121. Hall B.K. (1997). Phylotypic stage or phantom: is there a highly conserved embryonic vertebrates?. Trends in Ecology & Evolution 12 (12): 461-463.         [ Links ]

122. Hampsey M., Reinberg D. (2003). Tails of intrigue: phosphorylation of RNA polymerase II mediates histone methylation. Cell 113 (4): 429-432.         [ Links ]

123. Hanafi M.Y., Abdelkhalek T.M., Saad M.I., Saleh M.M., Haiba M.M., Kamel M.A. (2016). Diabetes-induced perturbations are sub- ject to intergenerational transmission through maternal line. Journal of Physiology and Biochemistry 72 (2): 315-326.         [ Links ]

124. Hai Y., Christianson D.W. (2016). Histone deacetylase 6 structure and molecular basis of catalysis and inhibition. Nature Chemical Biology 12 (9): 741-747.         [ Links ]

125. He Y., Ecker J.R. (2015). Non-CG methylation in the human genome. Annual Review of Genomics and Human Genetics 16: 55-77.         [ Links ]

126. Healy S., Khan P., He S., Davie J.R. (2012). Histone H3 phosphorylation, immediate-early gene expression, and the nucleosomal response: a historical perspective. Biochemistry and Cell Biology 90 (1): 39-54.         [ Links ]

127. Hebenstreit D. (2012). Methods, Challenges and Potentials of Single Cell RNA-seq. Biology 1 (3): 658-667.         [ Links ]

128. Hendrich B., Bird A. (1998). Identification and characterization of a family of mammalian methyl-CpG binding proteins. Molecular Cell Biology 18 (11): 6538-6547.         [ Links ]

129. Hendrich B., Abbott C., McQueen H., Chambers D., Cross S., Bird A. (1999). Genomic structure and chromosomal mapping of the murine and human Mbd1, Mbd2, Mbd3, and Mbd4 genes. Mammalian Genome 10 (9): 906-912.         [ Links ]

130. Herb B.R., Shook M.S., Fields C.J., Robinson G.E. (2018). Defense against territorial intrusion is associated with DNA methylation changes in the honey bee brain. BMC Genomics 19 (1): 216.         [ Links ]

131. Hervouet E., Peixoto P., Delage-Mourroux R., Boyer-Guittaut M., Cartron P.F. (2018). Specific or not specific recruitment of DN- MTs for DNA methylation, an epigenetic dilemma. Clinical Epigenetics 10: 17.         [ Links ]

132. Hewitt S.L., Farmer D., Marszalek K., Cadera E., Liang H.E., Xu Y., Schlissel M.S., Skok J.A. (2008). Association between the Igk and Igh immunoglobulin loci mediated by the 3’ Igk enhancer induces ‘decontraction’ of the Igh locus in pre-B cells. Nature Immunology 9 (4): 396-404.

133. Hishiki A., Hashimoto H., Hanafusa T., Kamei K., Ohashi E., Shimizu T., Ohmori H., Sato M. (2009). Structural basis for novel interactions between human translesion synthesis polymerases and proliferating cell nuclear antigen. The Journal of Biological Chemistry 284 (16): 10552-10560.         [ Links ]

134. Hobson A., Draney C., Stratford A., Becker T.C., Lu D., Arlotto M., Tessem J.S. (2015). Aurora Kinase A is critical for the Nkx6.1 mediated β-cell proliferation pathway. Islets 7 (1): e1027854.

135. Hochedlinger K., Jaenisch R. (2002). Monoclonal mice generated by nuclear transfer from mature B and T donor cells. Nature 415 (6875): 1035-1038.         [ Links ]

136. Holland L.Z. (2015). Genomics, evolution and development of amphioxus and tunicates: the Goldilocks principle. Journal of Exper- imental Zoology. Part B Molecular and Developmental Evolution 324 (4): 342-352.         [ Links ]

137. Holland P.W. (2013). Evolution of homeobox genes. Wiley Interdisciplinary Reviews. Developmental Biology 2 (1): 31-45.         [ Links ]

138. Holleley C.E., O’Meally D., Sarre S.D., Marshall Graves J.A., Ezaz T., Matsubara K., Azad B., Zhang X., Georges A. (2015). Sex reversal triggers the rapid transition from genetic to temperature-dependent sex. Nature 523 (7558): 79-82.

139. Hong S.N. (2018). Genetic and epigenetic alterations of colorectal cancer. Intestinal Research 16 (3): 327-337.         [ Links ]

140. Horikoshi M. (2013). Histone acetylation: from code to web and router via intrinsically disordered regions. Current Pharmaceutical Design 19 (28): 5019-5042.         [ Links ]

141. Horsthemke B. (2018). A critical view on transgenerational epigenetic inheritance in humans. Nature Communications 9 (1): 2973.         [ Links ]

142. Horvath S. (2013). DNA methylation age of human tissues and cell types. Genome Biology 14 (10): R115.         [ Links ]

143. Howe L., Auston D., Grant P., John S., Cook R.G., Workman J.L., Pillus L. (2001). Histone H3 specific acetyltransferases are essen- tial for cell cycle progression. Genes & Development 15 (23): 3144-3154.         [ Links ]

144. Hrycaj S.M., Wellik D.M. (2016). Hox genes and evolution. F1000 Research 5 F1000 Faculty Rev-859.         [ Links ]

145. Hsieh C.L. (1999). In vivo activity of murine de novo methyltransferases, Dnmt3a and Dnmt3b. Molecular and Cellular Biology 19 (12): 8211-8218.         [ Links ]

146. Huang Y., Shaw P.G., Davidson N.E. (2011). Inhibition of histone deacetylases. Methods in Molecular Bio logy 791: 297-311.         [ Links ]

147. Hudson N.O., Buck-Koehntop B.A. (2018). Zinc Finger Readers of Methylated DNA. Molecules 23 (10). pii: E2555. DOI: 10.3390/ molecules23102555.         [ Links ]

148. Iguchi-Ariaga S.M.M., Schaffner W. (1989). CpG methylation of the cAMP-responsive enhancer/promoter sequence TGACGTCA abolishes specific factor binding as well as transcriptional activation. Genes & Development 3 (5): 612-619.         [ Links ]

149. International Human Genome Sequencing Consortium. (2001). Initial sequencing and analysis of the human genome. Nature 409 (6822): 860-921.         [ Links ]

150. Irie N. (2017). Remaining questions related to the hourglass model in vertebrate evolution. Current Opinion in Genetics and Deve- lopment 45: 103-107.         [ Links ]

151. Irie N., Kuratani S. (2011). Comparative transcriptome analysis reveals vertebrate phylotypic period during organogenesis. Nature Communications 2: 248.         [ Links ]

152. Irie N., Kuratani S. (2014). The developmental hourglass model: a predictor of the basic body plan?. Development 141 (24): 4649- 4655.         [ Links ]

153. Irie N., Sehara-Fujisawa A. (2007). The vertebrate phylotypic stage and an early bilaterian-related stage in mouse embryogenesis defined by genomic information. BMC Biology 5:1.         [ Links ]

154. Irmler I., Schmidt K., Starck J.M. (2004). Developmental variability during early embryonic development of zebra fish, Danio rerio. Journal of Experimental Zoology Part B: Molecular and Developmental Evolution 302 (5): 446-457.         [ Links ]

155. Izzo A., Schneider R. (2016). The role of linker histone H1 modifications in the regulation of gene expression and chromatin dyna- mics. Biochimica et Biophysica Acta 1859 (3): 486-495.         [ Links ]

156. Jaenisch R., Bird A. (2003). Epigenetic regulation of gene expression: how the genome integrates intrinsic and environmental sig- nals. Nature Genetics 33: 245-254.         [ Links ]

157. Jaenisch R., Hochedlinger K., Eggan K. (2005). Nuclear cloning, epigenetic reprogramming and cellular differentiation. Novartis Foundation Symposium 265: 107.         [ Links ]

158. Jablonka E., Lamb M.J. (2002). The changing concept of epigenetics. Annals of the New York Academy of Sciences 981: 82-96.         [ Links ]

159. Jablonka E., Lamb M.J. (2012). Commentary: The epigenotype--a dynamic network view of development.International Journal of Epidemiology 1 (1): 16-20.         [ Links ]

160. Jackson D., Symons R., Berg P. (1972). Biochemical method for inserting new genetic information into DNA of Simian Virus 40: Circular SV40 DNA molecules containing lambda phage genes and the galactose operon of Escherichia coli. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 69 (10): 2904-2909.         [ Links ]

161. Jacob F., Monod J. (1961). Genetic regulatory mechanisms in the synthesis of proteins. Journal of Molecular Biology 3: 318-356.         [ Links ]

162. Jacob F. (1973). The Logic of Life: A History of Heredity. New York: Pantheon Books, EEUU.         [ Links ]

163. Jeltsch A. (2002). Beyond Watson and Crick: DNA methylation and molecular enzymology of DNA methyltransferases. ChemBio- Chem 3 (4): 274-293.         [ Links ]

164. Jeltsch A., Jurkowska R.Z. (2014). New concepts in DNA methylation. Trends in Biochemical Sciences 39 (7): 310-318.         [ Links ]

165. Jeltsch A., Jurkowska R.Z. (2016). Allosteric control of mammalian DNA methyltransferases - a new regulatory paradigm. Nucleic Acids Research 44 (18): 8556-8575.         [ Links ]

166. Jenuwein T., Allis C.D. (2001). Translating the histone code. Science 293 (5532): 1074-1080.         [ Links ]

167. Jenuwein T. (2006). The epigenetic magic of histone lysine methylation. The FEBS Journal 273 (14): 3121-3135.         [ Links ]

168. Jeong M.,  Goodell M.A. (2014). New answers to old questions from genome-wide maps of DNA methylation in hematopoietic cells. Experimental Hematology 42 (8): 609-617.         [ Links ]

169. Jiang C.L., Jin S.G., Lee D.H., Lan Z.J., Xu X., O’Connor T.R., Szabó P.E., Mann J.R., Cooney A.J., Pfeifer G.P. (2002). MBD3L1 and MBD3L2, two new proteins homologous to the methyl-CpG-binding proteins MBD2 and MBD3: characterization of MBD3L1 as a testis-specific transcriptional repressor. Genomics 80 (6): 621-629.

170. Jimenez-Chillaron J.C., Isganaitis E., Charalambous M., Gesta S., Pentinat-Pelegrin T., Faucette R.R., Otis J.P., Chow A., Diaz R., Ferguson-Smith A., Patti M.E. (2009). Intergenerational transmission of glucose intolerance and obesity by in utero undernutrition in mice. Diabetes 58 (2): 460-468.         [ Links ]

171. Jones P.A., Takai D. (2001). The role of DNA methylation in mammalian epigenetics. Science 293 (5532): 1068-1070.         [ Links ]

172. Jones P.A. (2012). Functions of DNA methylation: islands, start sites, gene bodies and beyond. Nature Reviews Genetics 13 (7): 484-492.         [ Links ]

173. Jones P.L., Veenstra G.J., Wade P.A., Vermaak D., Kass S.U., Landsberger N., Strouboulis J., Wolffe A.P. (1998). Methylated DNA and MeCP2 recruit histone deacetylase to repress transcription. Nature Genetics 19 (2): 187-191.         [ Links ]

174. Joung H., Kwon S., Kim K.H., Lee Y.G., Shin S., Kwon D.H., Lee Y.U., Kook T., Choe N., Kim J.C., Kim Y.K., Eom G.H., Kook H. (2018). Sumoylation of histone deacetylase 1 regulates MyoD signaling during myogenesis. Experimental & Molecular Medicine 50 (1): e427.         [ Links ]

175. Judson H.F. (1996). The Eighth Day of Creation: The Makers of the Revolution in Biology. Cold Spring Harbor Laboratory Press, EEUU.         [ Links ]

176. Jurkowska R.Z., Jeltsch A. (2016). Enzymology of Mammalian DNA Methyltransferases. Advances in Experimental Medicine and Biology 945: 87-122.         [ Links ]

177. Kalinka A.T., Varga K.M., Gerrard D.T., Preibisch S., Corcoran D.L., Jarrells J., Ohler U., Bergman C.M., Tomancak P. (2010). Gene expression divergence recapitulates the developmental hourglass model. Nature 468 (7325): 811-814.         [ Links ]

178. Kalinka A.T., Tomancak P. (2012). The evolution of early animal embryos: conservation or divergence?.Trends in Ecology & Evo- lution 27 (7): 385-93.         [ Links ]

179. Kass S.U., Landsberger N., Wolffe A.P. (1997a). DNA methylation directs a time-dependent repression of transcription initiation. Current Biology 7 (3): 157-165.         [ Links ]

180. Kass S.U., Pruss D., Wolffe A.P. (1997b). How does DNA methylation repress transcription?. Trends in Genetics 13 (11): 444-449.         [ Links ]

181. Kelly R.D.W., Chandru A., Watson P.J., Song Y., Blades M., Robertson N.S., Jamieson A.G., Schwabe J.W.R, Cowley S.M. (2018). Histone deacetylase (HDAC) 1 and 2 complexes regulate both histone acetylation and crotonylation in vivo. Scientific Reports 8 (1): 14690. DOI: 10.1038/s41598-018-32927-32929.         [ Links ]

182. Kelpsch D.J., Tootle T.L. (2018). Nuclear actin: from discovery to function. Anatomical Record DOI: 10.1002/ar.23959.         [ Links ]

183. Kesić S. (2015). Systems biology, emergence and antireductionism. Saudi Journal of Biological Sciences 23 (5): 584-591.         [ Links ]

184. Kessler C., Neumaier P.S., Wolf W. (1985). Recognition sequences of restriction endonucleases and methylases--a review. Gene 33 (1): 1-102.         [ Links ]

185. Kessler C., Höltke H.J. (1986). Specificity of restriction endonucleases and methylases--a review Gene 47 (1): 1-153.         [ Links ]

186. Kessler C., Manta V. (1990). Specificity of restriction endonucleases and DNA modification methyltransferases a review (Edition 3). Gene 92 (1-2): 1-248.         [ Links ]

187. Khorasanizadeh S. (2004). The nucleosome: from genomic organization to genomic regulation. Cell: 116 (2): 259-272.         [ Links ]

188. Kim J., Daniel J., Espejo A., Lake A., Krishna M., Xia L., Zhang Y., Bedford M.T. (2006). Tudor, MBT and chromo domains gauge the degree of lysine methylation. EMBO Reports 7 (4): 397-403.         [ Links ]

189. Kim L.K., Esplugues E., Zorca C.E., Parisi F., Kluger Y., Kim T.H., Galjart N.J., Flavell R.A. (2014). Oct-1 regulates IL-17 expres- sion by directing interchromosomal associations in conjunction with CTCF in T cells. Molecular Cell 54 (1): 56-66.         [ Links ]

190. Kim M.J., Oh H.J., Kim A.G., Nugraha Setyawan E.M., Choi Y.B., Lee S.H., Petersen-Jones S.M., Ko C.J., Lee B.C. (2017). Birth of clones of the world’s first cloned dog. Scientific Reports 7 (1): 15235.

191. King D.C., Taylor J., Zhang Y., Cheng Y., Lawson H.A., Martin J., ENCODE groups for Transcriptional Regulation and Multispe- cies Sequence Analysis, Chiaromonte F., Miller W., Hardison R.C. (2007). Finding cis-regulatory elements using comparative genomics: some lessons from ENCODE data. Genome Research 17 (6): 775-786.         [ Links ]

192. Kitano H. (2002). Systems Biology: A Brief Overview. Science 295 (5560): 1662-1664.         [ Links ]

193. Klose R.J., Bird A.P. (2006). Genomic DNA methylation: the mark and its mediators. Trends in Biochemical Science 31 (2): 89-97.         [ Links ]

194. Koch L. (2017). Cancer genetics: A 3D view of genome rearrangements. Nature Reviews. Genetics 18 (8): 456.         [ Links ]

195. Kohli R.M., Zhang Y. (2013). TET enzymes, TDG and the dynamics of DNA demethylation. Nature 502 (7472): 472-479.         [ Links ]

196. Knower K.C., To S.Q., Simpson E.R., Clyne C.D. (2010). Epigenetic mechanisms regulating CYP19 transcription in human breast adipose fibroblasts. Molecular and cellular endocrinology 321 (2): 123-130.         [ Links ]

197. Kolodziejczyk A.A., Kim J.K., Svensson V., Marioni John C., Teichmann S.A. (2015). The technology and biology of single-cell RNA sequencing. Molecular Cell 58 (4): 610-620.         [ Links ]

198. Konstantinopoulos P.A., Karamouzis M.V., Papavassiliou A.G. (2007). Focus on acetylation: the role of histone deacetylase inhibi- tors in cancer therapy and beyond. Expert Opinion on Investigational Drugs 16 (5): 569-571.         [ Links ]

199. Koprinarova M., Schnekenburger M., Diederich M. (2016). Role of histone acetylation in cell cycle regulation. Current Topics in Medicinal Chemistry 16 (7): 732-744.         [ Links ]

200. Kornberg R.D., Lorch Y. (1999). Twenty-five years of the nucleosome, fundamental particle of the eukaryote chromosome. Cell 98 (3): 285-294.         [ Links ]

201. Kouzarides T. (2002). Histone methylation in transcriptional control. Current Opinion in Genetics & Development 12 (2): 198-209.         [ Links ]

202. Kouzarides T. (2007). Chromatin modifications and their function. Cell 128 (4): 693-705.         [ Links ]

203. Koyama M., Kurumizaka H. (2017). Structural diversity of the nucleosome. Journal of Biochemistry 163 (2): 85-95.         [ Links ]

204. Kulis M., Merkel A., Heath S., Queirós A.C., Ronald P., Schuyler R.P., Castellano G., Beekman R., Raineri E., Esteve A., Clot G., Verdaguer-Dot N., Duran-Ferrer M., Russiñol N., Vilarrasa-Blasi R., Ecker S., Pancaldi V., Rico D., Agueda L., Blanc J., Richard- son D., Clarke L., Datta A., Pascual M., Agirre X., Prosper F., Alignani D., Paiva B., Caron G., Fest T., Marcus O., Muench M.O., Fomin M.E., Lee S., Wiemels J.L., Valencia A., Gut M., Flicek P., Hendrik G., Stunnenberg H.G., Siebert R., Küppers R., Gut I.G., Campo E., Martín-Subero J.I. (2015). Whole-genome fingerprint of the DNA methylome during human B-cell differentiation. Nature Genetics 47 (7): 746-756.         [ Links ]

205. Kurat C.F., Lambert J.P., Petschnigg J., Friesen H., Pawson T., Rosebrock A., Gingras A.C., Fillingham J., Andrews B. (2014). Cell cycle-regulated oscillator coordinates core histone gene transcription through histone acetylation. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 111 (39): 14124-14129.         [ Links ]

206. Kurdistani S.K., Tavazoie S., Grunstein M. (2004). Mapping global histone acetylation patterns to gene expression. Cell 117 (6): 721-733.         [ Links ]

207. Kuznetsova M.A., Sheval E.V. (2016). Chromatin fibers: from classical descriptions to modern interpretation. Cell Biology Inter- national 40 (11): 1140-1151.         [ Links ]

208. Lance V.A. (2009). Is regulation of aromatase expression in reptiles the key to understanding temperature-dependent sex determina- tion?. Journal of Experimental Zoology. Part A Ecological Genetics and Physiology 311 (5): 314-322.         [ Links ]

209. Latham T., Gilbert N., Ramsahoye B. (2008). DNA methylation in mouse embryonic stem cells and development. Cell and Tissue Research 331 (1): 31-55.         [ Links ]

210. Lazarovici A., Zhou T., Shafer A., Dantas Machado A.C., Riley T.R., Sandstrom R., Sabo P.J., Lu Y., Rohs R., Stamatoyannopoulos J.A. (2013). Probing DNA shape and methylation state on a genomic scale with DNase I. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 110 (16): 6376-6381.         [ Links ]

211. Lea A.J., Tung J., Archie E., Alberts S.C. (2018). Developmental plasticity research in evolution and human health: Response to commentaries. Evolution Medicine and Public Health 2017 (1): 201-205.         [ Links ]

212. Levin M., Hashimshony T., Wagner F., Yanai I. (2012). Developmental milestones punctuate gene expression in the Caenorhabditisembryo. Developmental Cell 22 (5): 1101-1108.         [ Links ]

213. Li L., Lyu X., Hou C., Takenaka N., Nguyen H.Q., Ong C.T., Cubeñas-Potts C., Hu M., Lei E.P., Bosco G., Qin Z.S., Corces V.G. (2015). Widespread rearrangement of 3D chromatin organization underlies polycomb-mediated stress-induced silencing. Mole- cular Cell 58 (2): 216-231.         [ Links ]

214. Li X.Y., Liu X.L., Zhu Y.J., Zhang J., Ding M., Wang M.T., Wang Z.W., Li Z., Zhang X.J., Zhou L., et al. (2018). Origin and transi- tion of sex determination mechanisms in a gynogenetic hexaploid fish. Heredity DOI: 10.1038/s41437-017-0049-7.         [ Links ]

215. Ling J.Q., Li T., Hu J.F., Vu T.H., Chen H.L., Qiu X.W., Cherry A.M., Hoffman A.R. (2006). CTCF mediates interchromosomal colocalization between Igf2/H19 and Wsb1/Nf1. Science 312 (5771): 269-272.         [ Links ]

216. Liu J., Robinson-Rechavi M. (2018). Developmental constraints on genome evolution in four bilaterian model species. Genome Biology and Evolution 10 (9): 2266-2277.         [ Links ]

217. Li G., Zhu P. (2015). Structure and organization of chromatin fiber in the nucleus. FEBS Letters 589 (20 Pt A): 2893-2904.         [ Links ]

218. Lister R., Pelizzola M., Dowen R.H. (2009). Human DNA methylomes at base resolution show widespread epigenomic differences. Nature 462 (7271): 315-322.         [ Links ]

219. Lister R., Mukamel E.A., Nery J.R., Urich M., Puddifoot C.A., Johnson N.D., Lucero J., Huang Y., Dwork A.J., Schultz M.D., Yu M., Tonti-Filippini J., Heyn H., Hu S., Wu J.C., Rao A., Esteller M., He C., Haghighi F.G., Sejnowski T.J., Behrens M.M., Ecker J.R. (2013). Global epigenomic reconfiguration during mammalian brain development. Science 341 (6146): 1237905.         [ Links ]

220. Liutkeviciute Z., Kriukiene E., Licyte J., Rudyte M., Urbanaviciute G., Klimasauskas S. (2014). Direct decarboxylation of 5-car-boxylcytosine by DNA C5-methyltransferases. Journal of the American Chemical Society 136 (16): 5884-5887.         [ Links ]

221. Lobban P., Kaiser A. (1973). Enzymatic end-to-end joining of DNA molecules. Journal of Molecular Biology 78 (3): 453-471.         [ Links ]

222. Loenen W.A. (2006). S-adenosylmethionine: jack of all trades and master of everything?. Biochemical Society Transactions 34 (2): 330-333.         [ Links ]

223. Lomvardas S., Barnea G., Pisapia D.J., Mendelsohn M., Kirkland J., Axel R. (2006). Interchromosomal interactions and olfactory receptor choice. Cell 126 (2): 403-413.         [ Links ]

224. Lopes E.C., Valls E., Figueroa M.E., Mazur A., Meng F.G., Chiosis G., Laird P.W., Schreiber-Agus N., Greally J.M., Prokhortchouk E., Melnick A. (2008). Kaiso contributes to DNA methylation-dependent silencing of tumor suppressor genes in colon cancer cell lines. Cancer Research 68 (18): 7258-7263.         [ Links ]

225. Love A.C. (2009). Marine invertebrates, model organisms, and the modern synthesis: epistemic values, evo-devo, and exclusion. Theory in Biosciences 128 (1): 19-42.         [ Links ]

226. Lu A., Zougman A., Pudełko M., Bebenek M., Ziółkowski P., Mann M., Wiśniewski J.R. (2009). Mapping of lysine monomethyla- tion of linker histones in human breast and its cancer. Journal of Proteome Research 8 (9): 4207-4215.         [ Links ]

227. Lu F., Luo C., Li N., Liu Q., Wei Y., Deng H., Wang X., Li X., Jiang J., Deng Y., Shi D. (2018). Efficient generation of transgenic buffalos (Bubalus bubalis) by nuclear transfer of fetal fibroblasts expressing enhanced green fluorescent protein. Scientific Reports 8 (1): 6967.         [ Links ]

228. Lu Y., Loh Y.H., Li H., Cesana M., Ficarro S.B., Parikh J.R., Salomonis N., Toh C.X., Andreadis S.T., Luckey C.J., Collins J.J., Daley G.Q., Marto J.A. (2014). Alternative splicing of MBD2 supports self-renewal in human pluripotent stem cells. Cell Stem Cell 15 (1): 92-101.         [ Links ]

229. Luger K., Richmond T.J. (1998). The histone tails of the nucleosome. Current Opinion in Genetics & Development 8 (2): 140-146.         [ Links ]

230. Lupiáñez D.G., Kraft K., Heinrich V., Krawitz P., Brancati F., Klopocki E., Horn D., Kayserili H., Opitz J.M., Laxova R., Santos-Si- marro F., Gilbert-Dussardier B., Wittler L., Borschiwer M., Haas S.A., Osterwalder M., Franke M., Timmermann B., Hecht J., Spielmann M., Visel A., Mundlos S. (2015). Disruptions of topological chromatin domains cause pathogenic rewiring of gene-en-hancer interactions. Cell 161 (5): 1012-1025.         [ Links ]

231. Lyu G., Zhang C., Ling T., Liu R., Zong L., Guan Y., Huang X., Sun L., Zhang L., Li C., Nie Y., Tao W. (2018). Genome and epig- enome analysis of monozygotic twins discordant for congenital heart disease. BMC Genomics 19 (1): 428. DOI 10.1186/s12864- 018-4814-7.         [ Links ]

232. McAfee A., Harpur B.A., Michaud S., Beavis R.C., Kent C.F., Zayed A., Foster L.J. (2016). Toward an Upgraded Honey Bee (Apis mellifera L.) Genome Annotation Using Proteogenomics. Journal of Proteome Research 15 (2): 411-421.         [ Links ]

233. Madakashira B.P., Sadler K.C. (2017). DNA Methylation, Nuclear Organization, and Cancer. Front in Genetics 8: 76.         [ Links ]

234. Mager J., Bartolomei M.S. (2005). Strategies for dissecting epigenetic mechanisms in the mouse. Nature Genetics 37 (11): 1194- 1200.         [ Links ]

235. Manning L.R., Manning J.M. (2018). Contributions to nucleosome dynamics in chromatin from interactive propagation of phos- phorylation/acetylation and inducible histone lysine basicities. Protein Science 27 (3): 662-671.         [ Links ]

236. Margueron R.P., Trojer P., Reinberg D. (2005). The key to development: interpreting the histone code?. Current Opinions in Genet- ics Development 15 (2): 163-176.         [ Links ]

237. Marioni J.C., Arendt D. (2017). How single-cell genomics is changing evolutionary and developmental Biology. Annual Review of Cell and Developmental Biology 33: 537-553.         [ Links ]

238. Martinez-Arguelles D.B., Papadopoulos V. (2010). Epigenetic regulation of the expression of genes involved in steroid hormone biosynthesis and action. Steroids 75 (5): 467-476.         [ Links ]

239. Martínez-Carranza E., Barajas H., Alcaraz L.D., Servín-González L., Ponce-Soto G.Y., Soberón-Chávez G. (2018). Variability of Bacterial Essential Genes Among Closely Related Bacteria: The Case of Es- cherichia coli. Frontiers in Microbiology 9: 2330. DOI: 10.3389/fmicb.2018.01059         [ Links ]

240. Martinez-Morales J.R. (2016). Toward understanding the evolution of vertebrate gene regulatory networks: comparative genomics and epigenomic approaches. Briefings in Functional Genomics 15 (4): 315-321.         [ Links ]

241. Matthews A.G., Kuo A.J., Ramón-Maiques S., Han S., Champagne K.S., Ivanov D., Gallardo M., Carney D., Cheung P., Ciccone D.N., Walter K.L., Utz P.J., Shi Y., Kutateladze T.G., Yang W., Gozani O., Oettinger M.A. (2007). RAG2 PHD finger couples histone H3 lysine 4 trimethylation with V(D)J recombination. Nature 450 (7172): 1106-1110.         [ Links ]

242. Maya-Mendoza A., Jackson D.A. (2017). Labeling DNA replication foci to visualize chromosome territories in vivo. Current Proto- cols in Cell Biology 75: 22.21.1-22.21.16.         [ Links ]

243. Maze I., Noh K.M., Soshnev A.A., Allis C.D. (2014). Every amino acid matters: essential contributions of histone variants to mam- malian development and disease. Nature Reviews. Genetics 15 (4): 259-271.         [ Links ]

244. Mellor J. (2008). On your MARKS, get SET, METHYLATE!. Nature Cell Biology 10 (11): 1249-1250.         [ Links ]

245. Mei J., Gui J.F. (2015). Genetic basis and biotechnological manipulation of sexual dimorphism and sex determination in fish. Sci- ence China Life Sciences 58: 124-136.         [ Links ]

246. Métivier R., Gallais R., Tiffoche C., Le Péron C., Jurkowska R.Z., Carmouche R.P., Ibberson D., Barath P., Demay F., Reid G., Benes V., Jeltsch A., Gannon F., Salbert G. (2008). Cyclical DNA methylation of a transcriptionally active promoter. Nature 452 (7183): 45-50.         [ Links ]

247. Mertz J.E., Davis R.W. (1972). Cleavage of DNA by R1 restriction endonuclease generates cohesive ends. Proceedings of the Na- tional Academy of Sciences USA 69 (11): 3370-3374.         [ Links ]

248. Meysman P., Sánchez-Rodríguez A., Fu Q., Marchal K., Engelen K. (2013). Expression divergence between Escherichia coli and Salmonella enterica serovar Typhimurium reflects their lifestyles. Molecular Biology and Evolution 30 (6): 1302-1314.         [ Links ]

249. Minucci S., Pelicci P.G. (2006). Histone deacetylase inhibitors and the promise of epigenetic (and more) treatments for cancer. Nature Reviews Cancer 6 (1): 38-51.         [ Links ]

250. Monga R., Ghai S., Datta T.K., Singh D. (2011). Tissue-specific promoter methylation and histone modifications regulate CYP19 gene expression during folliculogenesis and luteinization in buffalo ovary. General and Comparative Endocrinology 173 (1): 205- 215.         [ Links ]

251. Morange M. (1997). The transformation of molecular biology on contact with higher organisms, 1960-1980: from a molecular des- cription to a molecular explanation. History and Philosophy of the Life Sciences 19 (3): 369-393.         [ Links ]

252. Morange M. (2002). The relations between genetics and epigenetics: A historical point of view. Annals of the New York Academy of Sciences 981 (1): 50-60.         [ Links ]

253. Morange M. (2005). Quelle place pour l’épigénétique?. Medecine/Sciences 4 (21): 367-369.

254. Morgan M.D., Marioni J.C. (2018). CpG island composition differences are a source of gene expression noise indicative of promoter responsiveness. Genome Biology 19 (1): 81. DOI: 10.1186/s13059-018-1461-x.         [ Links ]

255. Morinière J., Rousseaux S., Steuerwald U., Soler-López M., Curtet S., Vitte A.L., Govin J., Gaucher J., Sadoul K., Hart D.J., Kri- jgsveld J., Khochbin S., Müller C.W., Petosa C. (2009). Cooperative binding of two acetylation marks on a histone tail by a single bromodomain. Nature 461 (7264): 664-668.         [ Links ]

256. Münzel M., Globisch D., Brückl T., Wagner M., Welzmiller V., Michalakis S., Müller M., Biel M., Carell T. (2010). Quantification of the sixth DNA base hydroxymethylcytosine in the brain. Angewandte Chemie 49 (31): 5375-5377.         [ Links ]

257. Muraro M.J., Dharmadhikari G., Grun D., Groen N., Dielen T., Jansen E., van Gurp L., Engelse M.A., Carlotti F., de Koning E.J., van Oudenaarden A. (2016). A single-cell transcriptome atlas of the human pancreas. Cell Systems 3 (4): 385-394.         [ Links ]

258. Murr R. (2010). Interplay between different epigenetic modifications and mechanisms. Advances in Genetics 70: 101-141.         [ Links ]

259. Nakayama J., Rice J.C., Strahl B.D., Allis C.D., Grewal S.I. (2001). Role of histone H3 lysine 9 methylation in epigenetic control of heterochromatin assembly. Science 292 (5514): 110-113.         [ Links ]

260. Navarro-Martín L., Viñas J., Ribas L., Díaz N., Gutiérrez A., Di Croce L., Piferrer F. (2011). DNA methylation of the gonadal aro- matase (cyp19a) promoter is involved in temperature-dependent sex ratio shifts in the European sea bass. PLOS Genetics 7 (12): e1002447.         [ Links ]

261. Nebbioso A., Tambaro F.P., Dell’Aversana C., Altucci L. (2018). Cancer epigenetics: Moving forward. PLOS Genetics 14 (6): e1007362.

262. Nelson M., Christ C., Schildkraut I. (1984). Alteration of apparent restriction endonuclease recognition specificities by DNA meth- ylases. Nucleic Acids Research 12 (13): 5165-5173.         [ Links ]

263. Neureiter D., Kiesslich T. (2018). Histone deacetylases inhibition: a potential diagnostic and therapeutic target for cancers-reply. Human Pathology 71: 167-168.         [ Links ]

264. Ng H.H., Feng Q., Wang H., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Zhang Y., Struhl K. (2002). Lysine methylation within the globular domain of histone H3 by Dot1 is important for telomeric silencing and Sir protein association. Genes & Development 16 (12): 1518-1527.         [ Links ]

265. Nicoglou A., Merlin F. (2017). Epigenetics: A way to bridge the gap between biological fields. Studies in History and Philosophy of Science Part C: Studies in History and Philosophy of Biological and Biomedical Sciences 66: 73-82.         [ Links ]

266. Nicoglou A. (2018). Waddington’s epigenetics or the pictorial meetings of development and genetics. History and Philosophy of the Life Science 40 (4): 61.

267. Niemann H., Tian X.C., King W.A., Lee R.S. (2008). Epigenetic reprogramming in embryonic and foetal development upon somatic cell nuclear transfer cloning. Reproduction 135 (2): 151-163.         [ Links ]

268. Nikonova A.S., Astsaturov I., Serebriiskii I.G., Dunbrack R.L. Jr, Golemis E.A. (2013). Aurora A kinase (AURKA) in normal and pathological cell division. Cell and Molecular Life Sciences 70 (4): 661-687.         [ Links ]

269. Ninova M., Ronshaugen M., Griffiths-Jones S. (2014). Conserved temporal patterns of microRNA expression in Drosophila support a developmental hourglass model. Genome Biology and Evolution 6 (9): 2459-2467.         [ Links ]

270. Noble D. (2011). Differential and integral views of genetics in computational systems biology. Interface Focus 1 (1): 7-15.         [ Links ]

271. Norouzitallab P., Baruah K., Vanrompay D., Bossier P. (2018). Can epigenetics translate environmental cues into phenotypes?. The Science of Total Environment 647: 1281-1293.         [ Links ]

272. Nowak S.J., Corces V.G. (2004). Phosphorylation of histone H3: a balancing act between chromosome condensation and transcrip- tional activation. Trends in Genetics 20 (4): 214-220.         [ Links ]

273. Nowacka-Zawisza M., Wiśnik E. (2017). DNA methylation and histone modifications as epigenetic regulation in prostate cáncer. Oncology Reports 38 (5): 2587-2596.         [ Links ]

274. Ohno M., Priest D.G., Taniguchi Y. (2018). Nucleosome-level 3D organization of the genome. Biochemical Society Transactions 46 (3): 491-501.         [ Links ]

275. Olsson L., Hoßfeld U., Breidbach O. (2009). Preface. Between Ernst Haeckel and the homeobox: the role of developmental biology in explaining evolution. Theory in Biosciences 128 (1): 1-5.         [ Links ]

276. Olsson L., Levit G.S., Hoßfeld U. (2010). Evolutionary developmental biology: its concepts and history with a focus on Russian and German contributions. Naturwissenschaften 97 (11): 951-969.         [ Links ]

277. Olsson L., Levit G.S., Hoßfeld U. (2017). The ‘‘Biogenetic Law’’ in zoology: from Ernst Haeckel’s formulation to current approa- ches. Theory in Biosciences 136 (1-2): 19-29.

278. Orgogozo V., Morizot B., Martin A. (2015). The differential view of genotype-phenotype relationships. Frontiers in Genetics 6: 179.         [ Links ]

279. Ospina-Álvarez N., Piferrer F. (2008). Temperature-dependent sex determination in fish. Prevalence, existence of a single sex ratio response pattern, and possible effects on climate change. PloS one 3 (7): e2837.         [ Links ]

280. Pan Z., Wang M., Ye Z., Zhang S., Xu X. (2018). Global analysis of histone lysine acetylation and proteomic changes in EC109 cells treated with the histone deacetylase inhibitor FK228. Oncology Letters 15 (5): 7973-7980.         [ Links ]

281. Panchen A.L. (2001). Étienne Geoffroy St.‐Hilaire: father of “evo‐devo”?. Evolution & Development 3 (1): 41-46.

282. Patel T., Hobert O. (2017). Coordinated control of terminal differentiation and restriction of cellular plasticity. Elife 6: e24100.         [ Links ]

283. Pascual-Anaya J., Sato I., Sugahara F., Higuchi S., Paps J., Ren Y., Takagi W., Ruiz-Villalba A., Ota K.G., Wang W., Kuratani S. (2018). Hagfish and lamprey Hox genes reveal conservation of temporal colinearity in vertebrates. Nature Ecology & Evolution 2 (5): 859-866.         [ Links ]

284. Patil V., Ward R.L., Hesson L.B. (2014). The evidence for functional non-CpG methylation in mammalian cells. Epigenetics 9 (6): 823-828.         [ Links ]

285. Peck A.L. (1943). Aristotle, Generation of Animals. Translated by A.L. Peck M.A., Ph.D. Fellow of Christ’s College, Cambridge, and University Lecturer in Classics, EEUU.

286. Peluffo A.E. (2015). The “Genetic Program”: Behind the genesis of an influential metaphor. Genetics 200 (3): 685-696.

287. Pelletier N., Grégoire S., Yang X.J. (2017). Assays for acetylation and other acylations of lysine residues. Current Protocols in Protein Science 87: 14.11.1-14.11.18.         [ Links ]

288. Pham H., Ferrari R., Cokus S.J., Kurdistani S.K., Pellegrini M. (2007). Modeling the regulatory network of histone acetylation in Saccharomyces cerevisiae. Molecular System Biology 3: 153.         [ Links ]

289. Prakash K., Fournier D. (2018). Evidence for the implication of the histone code in building the genome structure. Biosystems 164: 49-59.         [ Links ]

290. Pieau C., Dorizzi M. (2004). Oestrogens and temperature-dependent sex determination in reptiles: all is in the gonads. Journal of Endocrinology 181 (3): 367-377.         [ Links ]

291. Pray-Grant M.G., Daniel J.A., Schieltz D., Yates J.R., Grant P.A. (2005). Chd1 chromodomain links histone H3 methylation with SAGA- and SLIK-dependent acetylation. Nature 433 (7024): 434-438.         [ Links ]

292. Qu H., Fang X. (2013). A brief review on the human encyclopedia of DNA elements (ENCODE) Project. Genomics, Proteomics & Bioinformatics 11 (3): 135-141.         [ Links ]

293. Quint M., Drost H.G., Gabel A., Ullrich K.K., Bönn M., Grosse I. (2012). A transcriptomic hourglass in plant embryogenesis. Nature 490 (7418): 98-101.         [ Links ]

294. Raff R.A. (1996). The Shape of Life: Genes, Development and the Evolution of Animal. The University of Chicago Press, EEUU.         [ Links ]

295. Rajavelu A., Lungu C., Emperle M., Dukatz M., Bröhm A., Broche J., Hanelt I., Parsa E., Schiffers S., Karnik R., Meissner A., Carell T., Rathert P., Jurkowska R.Z., Jeltsch A. (2018). Chromatin-dependent allosteric regulation of DNMT3A activity by MeCP2. Nucleic Acids Research 46 (17): 9044-9056.         [ Links ]

296. Ramamurthy B., Cohen S., Canales M., Coffman F.D. (2018). Three-dimensional cellular raman analysis: evidence of highly orde- red lipids within cell nuclei. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry 22155418794125.         [ Links ]

297. Ramsey M., Crews D. (2009). Steroid signaling and temperature-dependent sex determination. Reviewing the evidence for early action of estrogen during ovarian determination in turtles. Seminars in Cell & Developmental Biology 20 (3): 283-292.         [ Links ]

298. Rangel J., Böröczky K., Schal C., Tarpy D.R. (2016). Honey bee (Apis mellifera) queen reproductive potential affects queen man- dibular gland pheromone composition and worker retinue response. PloS one 11 (6): e0156027.         [ Links ]

299. Razin A., Cedar H. (1991). DNA methylation and gene expression. Microbiological Reviews 55 (3): 451-458.         [ Links ]

300. Rea S., Eisenhaber F., O’Carroll D., Strahl B.D., Sun Z.W., Schmid M., Opravil S., Mechtler K., Ponting C.P., Allis C.D., Jenuwein T. (2000). Regulation of chromatin structure by site-specific histone H3 methyltransferases. Nature 406 (6796): 593-599.

301. Rice J.C., Allis C.D. (2001). Histone methylation versus histone acetylation: new insights into epigenetic regulation. Current Opi- nion in Cell Biology 13 (3): 263-273.         [ Links ]

302. Richardson M.K. (1995). Heterochrony and the phylotypic period. Developmental Biology 172 (2): 412-442.         [ Links ]

303. Richardson M.K., Keuck G. (2002). Haeckel’s ABC of evolution and development. Biological Reviews of the Cambridge Philoso- phical Society 77 (4): 495-528.

304. Roberts R.J. (1976). Restriction endonucleases. CRC Critical Reviews in Biochemistry 4 (2): 123-164.         [ Links ]

305. Robertson K.D., Ait-Si-Ali S., Yokochi T., Wade P.A., Jones P.L., Wolffe A.P. (2000). DNMT1 forms a complex with Rb, E2F1 and HDAC1 and represses transcription from E2F-responsive promoters. Nature Genetics 25 (3): 338-342.         [ Links ]

306. Robertson K.D., Wolffe A.P. (2000). DNA methylation in health and disease. Nature Reviews Genetics 1 (1): 11-19.         [ Links ]

307. Robertson K.D. (2005). DNA methylation and human disease. Nature Reviews Genetics 6 (8): 587-610.         [ Links ]

308. Ronai I., Oldroyd B.P., Vergoz V. (2016). Queen pheromone regulates programmed cell death in the honey bee worker ovary. Insect Molecular Biology 25 (5): 646-652.         [ Links ]

309. Rottach A., Leonhardt H., Spada F. (2009). DNA methylation-mediated epigenetic control. Journal of Cellular Biochemistry 108 (1): 43-51.         [ Links ]

310. Roux J., Robinson-Rechavi M. (2008). Developmental constraints on vertebrate genome evolution. PLOSGenetics 4 (12): e1000311.         [ Links ]

311. Rowley M.J., Corces V.G. (2016). The three-dimensional genome: principles and roles of long-distance interactions. Current Opinion in Cell Biology 40: 8-14.         [ Links ]

312. Rudolf A.R. (1996). The Shape of Life: Genes, Development, and the Evolution of Animal Form. University of Chicago Press, EEUU.         [ Links ]

313. Ruthenburg A.J., Li H., Patel D.J., Allis C.D. (2007). Multivalent engagement of chromatin modifications by linked binding modu- les. Nature Reviews Molecular Cell Biology 8 (12): 983-994.         [ Links ]

314. Sakaue M., Ohta H., Kumaki Y., Oda M., Sakaide Y., Matsuoka C., Yamagiwa A., Niwa H., Wakayama T., Okano M. (2010). DNA methylation is dispensable for the growth and survival of the extraembryonic lineages. Current Biology 20 (16): 1452-1457.         [ Links ]

315. Sandelin A., Carninci P., Lenhard B., Ponjavic J., Hayashizaki Y., Hume D.A. (2007). Mammalian RNA polymerase II core promoters: Insights from genome-wide studies. Nature Reviews Genetics 8 (6): 424-436.         [ Links ]

316. Sander K. (1983). The evolution of patterning mechanisms: gleanings from insect embryogenesis and spermatogenesis. Develop- ment and Evolution: the sixth Symposium of the British Society for Developmental Biology. Goodwin B.C., Holder N. Wylie, C.C. (Eds). Cambridge University Press, EEUU. Pp. 137-159.         [ Links ]

317. Sarre S.D., Ezaz T., Georges A. (2011). Transitions between sex-determining systems in reptiles and amphibians. Annual Review of Genomics and Human Genetics 12: 391-406.         [ Links ]

318. Seiler C.L., Fernandez J., Koerperich Z., Andersen M.P., Kotandeniya D, Nguyen M.E., Sham Y.Y, Tretyakova N.Y. (2018). Main- tenance DNA methyltransferase activity in the presence of oxidized forms of 5-methylcytosine: structural basis for ten eleven translocation-mediated DNA demethylation. Biochemistry 57 (42): 6061-6069.         [ Links ]

319. Serizay J., Ahringer J. (2018). Genome organization at different scales: Nature, formation and function. Current Opinion in Cell Biology 52: 145-153.         [ Links ]

320. Serov O., Serova I. (2004). Genes and chromosomes: Control of development. Anais da Academia Brasileira de Ciências 76 (3): 529-540.         [ Links ]

321. Šestak M.S., Domazet-Lošo, T. (2015). Phylostratigraphic profiles in zebrafish uncover chordate origins of the vertebrate brain. Molecular Biology and Evolution 32 (2): 299-312.

322. Schep A.N., Adryan B. (2013). A comparative analysis of transcription factor expression during metazoan embryonic development. PloS one 8: e66826.         [ Links ]

323. Schneider E., Dittrich M., Böck J., Nanda I., Müller T., Seidmann L., Tralau T., Galetzka D., El Hajj N., Haaf T. (2016). CpG sites with continuously increasing or decreasing methylation from early to late human fetal brain development. Gene 592 (1): 110-118.         [ Links ]

324. Scher M.B., Vaquero A., Reinberg D. (2007). SirT3 is a nuclear NAD+-dependent histone deacetylase that translocates to the mitochondria upon cellular stress. Genes & Development 21 (8): 920-928.         [ Links ]

325. Schreiber S.L., Bernstein B.E. (2002). Signaling network model of chromatin. Cell 111 (6): 771-778.         [ Links ]

326. Schübeler D. (2015). Function and information content of DNA methylation. Nature 517 (7534): 321-326.         [ Links ]

327. Shao C., Li Q., Chen S., Zhang P., Lian J., Hu Q., Sun B., Jin L., Liu S., Wang Z., Zhao H., Jin Z., Liang Z., Li Y., Zheng Q., Zhang Y., Wang J., Zhang G. (2014). Epigenetic modification and inheritance in sexual reversal of fish. Genome Research 24 (4): 604- 615.         [ Links ]

328. Shogren-Knaak M., Ishii H, Sun J.M., Pazin M.J., Davie J.R., Peterson C.L. (2006). Histone H4-K16 acetylation controls chromatin structure and protein interactions. Science 311 (5762): 844-847.         [ Links ]

329. Shukla S., Kavak E., Gregory M., Imashimizu M., Shutinoski B., Kashlev M., Oberdoerffer P., Sandberg R., Oberdoerffer S. (2011). CTCF-promoted RNA polymerase II pausing links DNA methylation to splicing. Nature 479 (7371): 74-79.         [ Links ]

330. Simpson E.R. (2004). Aromatase: biologic relevance of tissue-specific expression. Seminars in Reproductive Medicine 22 (1): 11- 24.         [ Links ]

331. Sims R.J. 3rd., Nishioka K., Reinberg D. (2003). Histone lysine methylation: A signature for chromatin function. Trends in Genetics 19 (11): 629-639.         [ Links ]

332. Slack J.M.W. (2005). Essential Developmental Biolgy. Blackwell Editors, Gran Bretaña.         [ Links ]

333. Smallwood S.A., Lee H.J., Angermueller C., Krueger F., Saadeh H., Peat J., Andrews S.R., Stegle O., Reik W., Kelsey G. (2014). Single-cell genome-wide bisulfite sequencing for assessing epigenetic heterogeneity. Nature Methods 11 (8): 817-820.         [ Links ]

334. Smith E., Shilatifard A. (2010). The chromatin signaling pathway: Diverse mechanisms of recruitment of histone-modifying enzy- mes and varied biological outcomes. Molecular Cell 40 (5): 689-701.         [ Links ]

335. Soshnev A.A., Josefowicz S.Z., Allis C.D. (2018). Greater than the sum of parts: Complexity of the dynamic epigenome Molecular Cell 69 (3): 533.         [ Links ]

336. Soshnikova N. (2014). Hox genes regulation in vertebrates. Developmental Dynamics 243 (1): 49-58.         [ Links ]

337. Spain S.M, Harms P.D. (2014). A sociogenomic perspective on neuroscience in organizational behavior. Frontier in Human Neu- roscience 8: 84.         [ Links ]

338. Spemann H., Mangold H. (1924). Induction of embryonic primordia by implantation of organizers from a different species. Wilhelm Roux’s archives of Developmental Biology 100: 599-638.

339. Spilianakis C.G., Lalioti M.D., Town T., Lee G.R., Flavell R.A. (2005). Interchromosomal associations between alternatively ex- pressed loci. Nature 435 (7042): 637-645.         [ Links ]

340. Spotswood H.T., Turner B.M. (2002). An increasingly complex code. The Journal of Clinical Investigation 110 (5): 577-582.         [ Links ]

341. Stevenson T.J., Prendergast B.J. (2013). Reversible DNA methylation regulates seasonal photoperiodic time measurement. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 110 (41): 16651-16656.         [ Links ]

342. Stotz K., Griffiths P. (2016). Epigenetics: ambiguities and implications. History and Philosophy of the Life Sciences 38 (4): 22.         [ Links ]

343. Strahl B.D., Allis C.D. (2000). The language of covalent histone modifications. Nature 2000 403 (6765): 41-45.         [ Links ]

344. Strelkov I.S., Davie J.R. (2002). Ser-10 phosphorylation of histone H3 and immediate early gene expression in oncogene-trans- formed mouse fibroblasts. Cancer Research 62 (1): 75-78.         [ Links ]

345. Sultan S.E. (2007). Development in context: the timely emergence of eco-devo. Trends in Ecology & Evolution 22 (11): 575-582.         [ Links ]

346. Šviković S., Sale J.E. (2017). The Effects of Replication Stress on S Phase Histone Management and Epigenetic Memory. Journal of Molecular Biology 429 (13): 2011-2029.

347. Talbert P.B., Henikoff S. (2010). Histone variants--ancient wrap artists of the epigenome. Nature Reviews. Molecular Cell Biology 11 (4): 264-275.         [ Links ]

348. Talbert P.B., Henikoff S. (2017). Histone variants on the move: substrates for chromatin dynamics. Nature Reviews. Molecular Cell Biology 18 (2): 115-126.         [ Links ]

349. Taheri F., Isbilir B., Müller G., Krieger J.W., Chirico G., Langowski J., Tóth K. (2018). Random motion of chromatin is influenced by lamin a interconnections. Biophysical Journal 114 (10): 2465-2472.         [ Links ]

350. Tan H., Onichtchouk D., Winata C. (2016). DANIO-CODE: Toward an Encyclopedia of DNA Elements in Zebrafish. Zebrafish 13 (1): 54-60.         [ Links ]

351. Tanabe H., Müller S., Neusser M., von Hase J., Calcagno E., Cremer M., Solovei I., Cremer C., Cremer T. (2002). Evolutionary conservation of chromosome territory arrangements in cell nuclei from higher primates. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 99 (7): 4424-4429.         [ Links ]

352. Tasic B., Menon V., Nguyen T.N., Kim T.K., Jarsky T., Yao Z., Levi B., Gray L.T., Sorensen S.A, Dolbeare T., Bertagnolli D., Goldy J., Shapovalova N., Parry S., Lee C., Smith K., Bernard A., Madisen L., Sunkin S.M., Hawrylycz M., Koch C., Zeng H. (2016). Adult mouse cortical cell taxonomy revealed by single cell transcriptomics. Nature Neuroscience 19 (2): 335-346.         [ Links ]

353. Tena J.J., González-Aguilera C., Fernández-Miñán A., Vázquez-Marín J., Parra-Acero H., Cross J.W., Rigby P.W., Carvajal J.J., Wittbrodt J., Gómez-Skarmeta J.L., Martínez-Morales J.R. (2014). Comparative epigenomics in distantly related teleost species identifies conserved cis-regulatory nodes active during the vertebrate phylotypic period. Genome Research 24 (7): 1075-85.         [ Links ]

354. The American Association for Cancer Research Human Epigenome Task Force & European Union, Network of Excellence, Scien- tific Advisory Board (2008). Moving AHEAD with an international human epigenome Project. Nature 454 (7205): 711-715.         [ Links ]

355. The ENCODE Proyect Consorcium (2007). Identification and analysis of functional elements in 1% of the human genome by the ENCODE pilot Project. Nature 447 (7146): 799-816.         [ Links ]

356. Thomassin H., Flavin M., Espinás M.L., Grange T. (2001). Glucocorticoid-induced DNA demethylation and gene memory during development. The EMBO Journal 20 (8): 1974-1983.         [ Links ]

357. Thurtle-Schmidt D.M., Dodson A.E., Rine J. (2016). Histone deacetylases with antagonistic roles in Saccharomyces cerevisiae heterochromatin formation. Genetics 204 (1): 177-190.         [ Links ]

358. Tikhodeyev O.N. (2018). The mechanisms of epigenetic inheritance: how diverse are they?. Biological Reviews of the Cambridge Philosophical Society 93 (4): 1987-2005.         [ Links ]

359. Tomasi T.B., Magner W.J., Khan A.N. (2006). Epigenetic regulation of immune escape genes in cancer. Cancer Immunology, Im- munotherapy 55 (10): 1159-84.         [ Links ]

360. Trainor P.A. (2018). Developmental biology - more dynamic than ever!. Developmental Dynamics 247 (1): 8-9.         [ Links ]

361. Tronick E., Hunter R.G. (2016). Waddington, dynamic systems, and epigenetics. Frontiers in Behavioral Neuroscience 10: 107.         [ Links ]

362. Turner B.M. (2000). Histone acetylation and an epigenetic code. Bioessays 22 (9): 836-845.         [ Links ]

363. Turner B.M. (2003). Memorable transcription. Nature Cell Biology 5 (5): 390-393.         [ Links ]

364. Tyler J.K. (2016). Nucleosomes find their place in life. Trends in Genetics 32 (11): 689-690.         [ Links ]

365. Uchida Y., Uesaka M., Yamamoto T., Takeda H., Irie N. (2018). Embryonic lethality is not sufficient to explain hourglass-like con- servation of vertebrate embryos. Evodevo 9: 7.         [ Links ]

366. Udayakumar D., Horikoshi N., Mishra L., Hunt C., Pandita T.K. (2015). Detecting ATM-dependent chromatin modification in DNA damage response. Methods in Molecular Biology 1288: 317-336.         [ Links ]

367. Uhler C., Shivashankar G.V. (2017). Chromosome intermingling: Mechanical hotspots for genome regulation. Trends in Cellular Biology 27 (11): 810-819.         [ Links ]

368. Uller T., Moczek A.P., Watson R.A., Brakefield P.M., Laland K.N. (2018). Developmental bias and evolution: A regulatory network perspective. Genetics 209 (4): 949-966.         [ Links ]

369. Vaissière T., Sawan C., Herceg Z. (2008). Epigenetic interplay between histone modifications and DNA methylation in gene silen- cing. Mutation Research 659 (1-2): 40-48.         [ Links ]

370. Valenzuela N., Lance V. (2004). Temperature-dependent sex determination in vertebrates. Washington: Smithsonian Books, EEUU.         [ Links ]

371. Van de Vijver G., Van Speybroeck L., de Waele D. (2002a). Epigenetics: A challenge for genetics, evolution, and development?. Annals of the New York Academy of Sciences 981: 1-6.         [ Links ]

372. Van Nes S., Andersen O. (2006). Temperature effects on sex determination and ontogenetic gene expression of the aromatases cyp19a and cyp19b, and the estrogen receptors esr1 and esr2 in Atlantic halibut (Hippoglossus hippoglossus). Molecular Repro- duction and Development 73 (12): 1481-1490.         [ Links ]

373. Van Speybroeck L., de Waele D., Van de Vijver G. (2002b). Theories in early embryology close connections between epigenesis, preformationism, and self-organization. Annals of the New York Academy of Sciences 981: 7-49.         [ Links ]

374. Vanselow J., Selimyan R., Fürbass R. (2008). DNA methylation of placenta-specific Cyp19 promoters of cattle and sheep. Experi- mental and Clinical Endocrinology and Diabetes 116 (7): 437-442.         [ Links ]

375. Venter J.C., Adams M.D., Myers E.W., Li P.W., Mural R.J., Sutton G.G., Smith H.O., Yandell M., Evans C.A., Holt R.A., Gocayne J.D., Amanatides P., Ballew R.M., Huson D.H., et al., (2001). The sequence of the human genome. Science 291 (5507): 1304- 1351.         [ Links ]

376. Verdone L., Caserta M., Di Mauro E. (2005). Role of histone acetylation in the control of gene expression. Biochememical Cell Biology 83 (3): 344-353.         [ Links ]

377. Voldgorn Y.I., Adilgereeva E.P., Nekrasov E.D., Lavrov A.V. (2015). Cultivation and differentiation change nuclear localization of chromosome centromeres in human mesenchymal stem cells. PloS one10 (3): e0118350.         [ Links ]

378. Völker-Albert M.C., Schmidt A., Forne I., Imhof A. (2018). Analysis of histone modifications by mass spectrometry. Current Pro- tocols in Protein Science. 92 (1): e54.         [ Links ]

379. Voss A.K., Thomas T. (2018). Histone lysine and genomic targets of histone acetyltransferases in mammals. Bioessays 40 (10): e1800078.         [ Links ]

380. Waddington C.H. (1940). Organisers and Genes. Cambridge University Press, EEUU.         [ Links ]

381. Waddington C.H. (1942). Canalization of development and the inheritance of acquired characters. Nature 150 (3811): 563-565.         [ Links ]

382. Waddington C.H. (2012). The epigenotype. 1942. International Journal of Epidemiology 41 (1): 10-13.         [ Links ]

383. Wakayama T, Perry A.C., Zuccotti F.M., Johnson K.R., Yanagimachi R. (1998). Full-term development of mice from enucleated oocytes injected with cumulus cell nuclei. Nature 394 (6691): 369-374.         [ Links ]

384. Wang F., Higgins J.M.G. (2013). Histone modifications and mitosis: countermarks, landmarks, and bookmarks. Trends in Cell Bio- logy 23 (4): 175-184.         [ Links ]

385. Wang J., Qiu Z., Wu Y. (2018). Ubiquitin Regulation: The Histone Modifying Enzyme’s Story. Cells 7 (9): 118.

386. Wang L., Xu Z., Khawar M.B., Liu C., Li W. (2017). The histone codes for meiosis. Reproduction 154 (3): R65-R79.         [ Links ]

387. Wang Y., Jorda M., Jones P.L., Maleszka R., Ling X., Robertson H.M., Mizzen C.A., Peinado M.A., Robinson G.E. (2006). Func- tional CpG methylation system in a social insect. Science 314 (5799): 645-657.         [ Links ]

388. Wang Y., Yuan Q., Xie L. (2018). Histone Modifications in Aging: The underlying mechanisms and implications. Current Stem Cell Research & Therapy 13 (2): 125-135.         [ Links ]

389. Wang Z., Pascual-Anaya J., Zadissa A., Li W., Niimura Y., Huang Z., Li C., White S., Xiong Z., Fang D., Wang B., Ming Y., Chen Y., Zheng Y., Kuraku S., Pignatelli M., Herrero J., Beal K., Nozawa M., Li Q., Wang J., Zhang H., Yu L., Shigenobu S., Wang J., Liu  J., Flicek P., Searle S., Wang J., Kuratani S., Yin Y., Aken B., Zhang G., Irie N. (2013). The draft genomes of soft-shell turtle and green sea turtle yield insights into the development and evolution of the turtle-specific body plan. Nature Genetics 45 (6): 701-706.         [ Links ]

390. Wapenaar H., Dekker F.J. (2016). Histone acetyltransferases: challenges in targeting bi-substrate enzymes. Clinical Epigenetics 8:59.         [ Links ]

391. Wells A., Willey H.S. (2018). A system perspective of heterocellular signaling. Essays in Biochemistry 62 (4): 607-617.         [ Links ]

392. Warnock L.J., Adamson R., Lynch C.J., Milner J. (2008). Crosstalk between site-specific modifications on p53 and histone H3. Oncogene 27 (11): 1639-1644.         [ Links ]

393. Weaver T.M., Morrison E.A., Musselman C.A. (2018). Reading more than histones: The prevalence of nucleic acid binding among reader domains. Molecules 23 (10): 2614.         [ Links ]

394. Williams K., Christensen J., Helin K. (2011). DNA methylation: TET proteins-guardians of CpG islands?. EMBO Reports 13 (1): 28-35.         [ Links ]

395. Wikramanayake A.H. (2013). Heads or Tails?. Karl Ernst von Baer, Robert Remak, and characterization of the primary axis in ani- mal eggs. Molecular Reproduction and Development 80 (2): i.         [ Links ]

396. Wojciechowski M., Lowe R., Maleszka J., Conn D., Maleszka R., Hurd P.J. (2018). Phenotypically distinct female castes in honey bees are defined by alternative chromatin states during larval development. Genome Research 28 (10): 1532-1542.         [ Links ]

397. Wolffe A.P., Jones P.L., Wade P.A. (1999). DNA demethylation. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 96 (11): 5894-5896.         [ Links ]

398. Workman J.L. (2016). It takes teamwork to modify chromatin. Science 351 (6274): 667.         [ Links ]

399. Wu C.T., Morris J.R. (2001). Genes, genetics, and epigenetics: a correspondence. Science 293 (5532): 1103-1105.         [ Links ]

400. Wu H., Zhang Y. (2014). Reversing DNA methylation: mechanisms, genomics, and biological functions. Cell 156 (1-2): 45-68.         [ Links ]

401. Xu D., Bai J., Duan Q., Costa M., Dai W. (2009). Covalent modifications of histones during mitosis and meiosis. Cell Cycle 8 (22): 3688-3694.         [ Links ]

402. Yamashita K., Hosoda K., Nishizawa N., Katoh H., Watanabe M. (2018). Epigenetic biomarkers of promoter DNA methylation in the new era of cancer treatment. Cancer Science DOI: 10.1111/cas.13812.         [ Links ]

403. Yang Z., Hu F. (2018). Investigation of gene evolution in vertebrate genome reveals novel insights into spine study. Gene 679: 360- 368.         [ Links ]

404. Yoon H.G., Chan D.W., Reynolds A.B., Qin J., Wong J. (2003). N-CoR mediates DNA methylation-dependent repression through a methyl CpG binding protein Kaiso. Molecular Cell 12 (3): 723-734.         [ Links ]

405. Yu Y., Teng Y., Liu H., Reed S.H., Waters R. (2005). UV irradiation stimulates histone acetylation and chromatin remodeling at a repressed yeast locus. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 102 (24): 8650-8655.         [ Links ]

406. Yusuf A.A., Crewe R.M., Pirk C.W.W. (2018). Turning workers into false queens: the role of exogenous pheromones in regulating reproduction in worker honey bees. The Journal of Experimental Biology 221 (13): jeb175505.         [ Links ]

407. Zalts H., Yanai I. (2017). Developmental constraints shape the evolution of the nematode mid-developmental transition. Nature Ecology & Evolution 1 (5): 113.         [ Links ]

408. Zeisel A., Munoz-Manchado A.B., Codeluppi S., Lonnerberg P., La Manno G., Juréus A., Marques S., Munguba H., He L., Betsholtz C., Rolny C., Castelo-Branco G., Hjerling-Leffler J., Linnarsson S. (2015). Brain structure. Cell types in the mouse cortex and hippocampus revealed by single-cell RNA-seq. Science 347 (6226): 1138-1142.         [ Links ]

409. Zhao W., Kruse J.P., Tang Y., Jung S.Y., Qin J., Gu W. (2008). Negative regulation of the deacetylase SIRT1 by DBC1. Nature 451 (7178): 587-590.         [ Links ]

410. Zhang H., Shang Y.P., Chen H.Y., Li J. (2017). Histone deacetylases function as novel potential therapeutic targets for cancer. He- patology Research 47 (2): 149-159.         [ Links ]

411. Zhang L.F., Huynh K.D., Lee J.T. (2007). Perinucleolar targeting of the inactive X during S phase: evidence for a role in the main- tenance of silencing. Cell 129 (4): 693-706.         [ Links ]

412. Zhang X., Ho S.M. (2011). Epigenetics meets endocrinology. Journal of Molecular Endocrinology 46 (1): R11-32.         [ Links ]

413. Zhang X., Wen H., Shi X. (2012). Lysine methylation: beyond histones. Acta Biochimica et Biophysica Sinica (Shanghai) 44 (1): 14-27.         [ Links ]

414. Zhang W., Xu J. (2017). DNA methyltransferases and their roles in tumorigenesis. Biomarker Research 5: 1.         [ Links ]

415. Zhao Z., Tavoosidana G., Sjolinder M., Gondor A., Mariano P., Wang S., Kanduri C., Lezcano M., Sandhu K.S., Singh U., Pant V., Tiwari V., Kurukuti S., Ohlsson R. (2006). Circular chromosome conformation capture (4C) uncovers extensive networks of epigenetically regulated intra- and interchromosomal interactions. Nature Genetics 38 (11): 1341-1347.         [ Links ]

416. Zhu J.K. (2009). Active DNA demethylation mediated by DNA glycosylases. Annual Review of Genetics 43: 143-166.         [ Links ]

417. Zhu K., Spaink H.P., Durston A.J. (2017). Collinear Hox-Hox interactions are involved in patterning the vertebrate anteroposterior (A-P) axis. PloS one 12 (4): e0175287.         [ Links ]

418. Ziegler-Birling C., Daujat S., Schneider R., Torres-Padilla M.E. (2016). Dynamics of histone H3 acetylation in the nucleosome core during mouse pre-implantation development. Epigenetics 11 (8): 553-562.         [ Links ]

419. Zwijnenburg P.J., Meijers-Heijboer H., Boomsma D.I. (2010). Identical but not the same: the value of discordant monozygotic twins in genetic research. American Journal of Medical Genetics Part B Neuropsychiatric Genetics 153B (6): 1134-1149.         [ Links ]